引言
红细胞(red blood cell, RBC)表面覆有多种抗原(糖和蛋白)，这些抗原与膜蛋白或脂类固有地结合。这些抗原在血液成分输注和组织/器官移植中的临床意义取决于这些表面分子激发免疫应答的能力。另外，一些RBC表面抗原具有与临床相关的细胞功能，而另一些抗原在某些感染中是免疫攻击的靶点。
本专题将总结有临床意义的RBC抗原及其抗体，以及它们具有临床意义的临床情况。某些临床问题的进一步讨论详见其他专题：
输血前检测–(参见“红细胞输注前检验”)
溶血性贫血–(参见“成人温抗体型自身免疫性溶血性贫血(AIHA)”)
胎儿和新生儿RhD溶血性疾病(hemolytic disease of the fetus and newborn, HDFN)–(参见“妊娠期RhD同种异体免疫概述”)
其他同种抗体导致的HDFN–(参见“妊娠期非Rh(D)抗原有关红细胞同种抗体的管理”)
术语
血型系统–一个血型系统是指由单个基因或一个紧密关联的同源基因群控制的一个或多个抗原的集合[1]。目前，国际输血学会已识别出了35种血型系统[2]。有临床意义的主要血型系统见表(表 1)，详见下文。(参见下文‘有临床意义(普遍性)’)
血型抗原–血型抗原是由抗体血清学确定的RBC表面的糖或蛋白(图 1)[3]。在单个核苷酸差异导致出现两种不同抗原的情况下，惯例是用上标来指定(如，Fya、Fyb)。每个血型抗原属于一种血型系统。国际输血学会已确定了342种红细胞抗原[2]。
RBC表型–RBC表型指RBC表面抗原的组合或用抗体试剂对这些抗原进行血清学检测的过程[3]。
RBC基因型–RBC基因型是指血型抗原基因位点的基因序列或通过DNA测试预测这些抗原的过程。
空表型–血型系统的空表型(大多数血型系统都可能出现)是指该系统没有抗原表达。空表型的产生可能是由于基因失活突变阻止了抗原表达所必需的基因产物的转录[1]。
血型发挥作用的情况
血型在临床上被用于输血前检测、器官/组织移植、输血反应评估，以及判断HDFN发生的风险。某些溶血性贫血与特定的血型抗原相关。
一些血型抗原的存在(或缺失)似乎是进化选择的结果，如微生物不能用以进入RBC的抗原表型。一些综述文章介绍了有关历史背景和特定血型的其他信息[1,4]。
血液成分输注 — 输血的受者和供者之间的不相容性是发生潜在严重性输血反应的一个原因。RBC、血小板和血浆输注前的常规检测通常包括ABO和RhD血型(表 1)。
红细胞–对于RBC输注，需要确定患者的RBC血型，以及检测患者的血浆中是否存在可能导致输入的血液溶血的抗体，如针对ABO、Rh、Duffy、Kidd、Kell、MNS和Lutheran血型抗原的抗体。针对其他RBC抗原的抗体可以通过对具体单份血液制品的相容性试验来检测(交叉配血)。(参见“红细胞输注前检验”，关于‘输血前检验’一节)
血小板–血小板表面会表达ABO抗原(但不表达Rh抗原)，这些ABO抗原是从血浆中吸收到血小板表面上的。罕见情况下，血小板可能会表达高水平的ABO抗原[5,6]。一些输血机构在血小板输注时会进行监测以限制输注的血小板制品中ABO不相容的血浆量，还有一些血液机构则会避免为A型和B型受者输注含有高滴度抗-A和抗-B的血小板。当RhD阴性的育龄期女性接受血小板输注时，应选择RhD阴性供者的血小板，以避免同时输注血小板制品中混有的少量RhD阳性RBC的可能性。(参见“血小板输注治疗的临床及实验室问题”，关于‘ABO、Rh和HLA匹配’一节)
血浆–血浆中含有针对ABO抗原的抗体。输注用血浆可来源于与受者具有相同ABO血型的供者(ABO血型相同或匹配)，或者可来源于ABO血型相容的供者(如，A型血患者可以接受来自A型或AB型供者的血浆，这两种血浆中均不存在抗A抗体)。(参见“血浆成分的临床应用”，关于‘ABO配型’一节)
对于任何曾经存在某种有临床意义的抗体的个体，我们建议应接受不含有相关抗原的血液制品，无论该抗体在后续检测中能否被检测出。这种做法的理论基础是一些抗体可能会降低到不可检出的水平，但重新暴露于抗原后其水平可能增加。针对Kidd血型抗原的抗体(抗-Jka和抗-Jkb)就存在这种现象。(参见下文‘Kidd抗体’和“红细胞输注前检验”)
造血干细胞和实体器官移植 — 造血干细胞可从任何血型的供者向任何血型的受者移植，不用考虑血型的相容性，因为供者的造血干细胞将产生新的互相相容的血型和免疫系统。移植后早期供者及受者血细胞和循环抗体在血浆中共存，此时减少溶血和改善血小板生存的措施见表(表 2)，详见其他专题。(参见“红细胞输注前检验”，关于‘造血干细胞移植’一节和“造血干细胞移植的供者选择”，关于‘ABO和Rh血型状态’一节)
在实体器官/组织移植中，针对移植器官表达的血型抗原的抗体可介导器官排异和移植物丢失。因此，常规移植实践一般涉及与受者ABO血型相同的供者器官的使用，但不对其他(非ABO)血型抗原的相容性进行匹配。某些情况下，可进行非ABO血型相同的移植(如，O型供者器官移植给A、B或AB型受者)。
特定情况下，ABO不相容的器官移植也能进行(如，来源于活体供肾移植；暴发性肝功能衰竭的移植)，这时通常需采用脱敏或免疫抑制方案。这种情形和其他例外情况详见其他专题。(参见“成人ABO血型不相容肾移植”，关于‘ABO脱敏治疗’一节和“肝脏移植：供者选择”，关于‘ABO相容性’一节)
某些情况下，由于存在来自移植器官的“过客淋巴细胞”，可能会观察到短暂的RBC溶血。(参见“红细胞输注前检验”，关于‘实体器官移植’一节)
诸如角膜、骨骼或肌腱之类的组织移植不要求ABO相容。
胎儿和新生儿溶血性疾病 — HDFN是一种潜在致命性同种免疫反应，即针对胎儿RBC抗原的母体抗体可通过胎盘并导致胎儿或新生儿出现溶血性贫血(母体抗体可在胎儿血浆中持续存在数周)。可能与胎儿遗传自父亲的抗原发生反应的母体抗体可能因既往暴露已经生成，如RhD阴性母亲先前孕育RhD阳性的胎儿，或Kell阴性的母亲因既往输血暴露于Kell抗原。
HDFN相关的RBC抗体的更全面信息，以及HDFN患者的评估、预防和治疗详见其他专题。(参见“妊娠期RhD同种异体免疫概述”和“妊娠合并Rh(D)同种异体免疫的处理”和“妊娠期非Rh(D)抗原有关红细胞同种抗体的管理”和“胎儿和新生儿溶血性疾病的产后诊断和治疗”)
自身免疫性溶血性贫血 — 针对自身RBC抗原的自身抗体在一些溶血性贫血中具有一定作用。常见的例子包括：某些感染性疾病后产生的抗I抗原抗体导致自身免疫性溶血性贫血(autoimmune hemolytic anemia, AIHA)，以及针对Glob血型P抗原的自身抗体导致的阵发性冷性血红蛋白尿症(paroxysmal cold hemoglobinuria, PCH)。(参见下文‘Lewis、P1P(K)、GLOB和I血型系统’和“阵发性冷性血红蛋白尿症”)
抵抗红细胞寄生虫 — 某些微生物以RBC表面抗原作为受体侵入RBC，而在人类的进化过程中，一些血型似乎因能抵抗这种侵入而被保留下来。
疟疾便是最著名的例子。ABO、MNS、Gerbich和Knops血型系统的某些抗原似乎具有抵抗恶性疟原虫(Plasmodium falciparum)的保护作用，Duffy血型系统的某些抗原似乎具有抵抗间日疟原虫(P. vivax)和诺氏疟原虫(P. knowlesi)的保护作用。(参见“红细胞表面抗原和细胞骨架蛋白异常的抗疟疾作用”，关于‘红细胞表面抗原’一节)
疾病易感性 — 据报道，不同的血型表型具有多种不同的疾病易感性，但这种相关性对患者治疗的影响往往并不明确。例如：
与A、B或AB型个体相比，O型血个体的血管性血友病因子(von Willebrand factor, VWF)水平大约低20%-30%，原因是其循环中的VWF清除增加。因此，O型血个体发生静脉血栓栓塞性疾病的风险可能较低[7-9]。(参见“静脉血栓形成病因概述”，关于‘因子Ⅷ’一节和“凝血因子ⅤLeiden突变与活化蛋白C抵抗”，关于‘其他遗传变异’一节和“血管性血友病因子的生物学和正常功能”，关于‘血浆VWF浓度’一节)
据报道，某些恶性肿瘤更可能见于特定血型的个体。胃癌似乎更常见于A型个体，胃和十二指肠溃疡更多见于O型个体，而胰腺癌似乎在非O型(A、AB或B型)个体中更常见[10-13]。(参见“外分泌胰腺癌的流行病学和非家族性危险因素”，关于‘其他遗传性危险因素’一节和“胃癌的危险因素”)
特定血型空表型的个体可能缺失对机体其他细胞具有重要功能的细胞蛋白，如Chido-Rodgers空表型与某种补体成分缺失及其相关异常有关联。(参见下文‘Chido-Rodgers血型’和“补体系统的遗传性疾病”，关于‘C4缺乏’一节)
在所有这些例子中，其他患者特征和危险因素对疾病风险的影响可能比血型抗原的影响程度大得多。以下章节将介绍其他血型和不同临床表现之间的相关性。
有临床意义(普遍性)
以下章节讨论的血型系统被认为在一种或多种情形下具有临床意义。ABO和Rh定义了血型，因此通常是大家最熟悉的。ABO、Lewis、P1及I抗原均由糖蛋白或糖脂表面的小碳水化合物形成，故结构极其相似。这些碳水化合物表位通过翻译后糖基转移酶的作用修饰而形成。因此，这些抗原的组织表达受到可变的糖蛋白表达和糖基转移酶的控制。相比之下，其他主要的血型抗原(包括Rh)是具有高度免疫原性的蛋白质。
ABO血型系统
ABO抗原 — ABO血型系统包括4种主要的RBC表型：A、B、O和AB型(表 1)。表型分布具有种族差异；例如，美国的表型估计分布比例见附表(表 3)。
A和B抗原由免疫优势糖基确定(“A”抗原为N-乙酰半乳糖胺，“B”抗原为D-半乳糖)；这些糖基结合于被称为“H”抗原的碳水化合物骨架的顶端。负责添加这些糖基的糖基转移酶由ABO基因编码。在O型个体中，ABO基因变异导致移码突变，并产生一种不能修饰H抗原的蛋白质。在A和B型个体中，根据遗传的等位基因的组合，一种或多种糖基会被添加到H抗原骨架上。
H抗原是由FUT1基因编码的岩藻糖转移酶介导形成。ABO血型系统中有一些不常见的表型是由岩藻糖转移酶活性缺失或改变导致：
孟买表型–孟买表型中缺乏岩藻糖转移酶活性。因为A和B型抗原需要在H抗原上形成，所以无论ABO基因型如何，也都不能产生A和B抗原。在这些个体中，RBC缺乏A、B和H抗原，但产生了针对A、B和H的抗体。因此，若输注任何孟买型之外的ABO型RBC，这些个体均会面临严重的溶血性输血反应(hemolytic transfusion reaction, HTR)风险。该表型个体的血样与所有O型血筛查细胞和谱细胞的交叉配血都会出现溶血，这提示血库需做进一步的分析检测。
孟买表型几乎只见于印度人群，发生率为1/10,000[14]。欧洲裔人群的发生率约为1/1,000,000[15]。
孟买表型个体只能接受孟买表型供者(通常是亲属)的血液输注，或者他们可使用手术前自我捐献的自体血。如果孟买表型个体需紧急用血，但又无该表型供者，则可以用人造血替代。(参见“氧载体—红细胞输注的代用品”，关于‘研发中的氧载体类型’一节)
弱亚型–在某些个体中，糖基转移酶活性的改变可能引起抗原表达的性质和/或数量改变。弱亚型相对罕见，但它们出现时会导致ABO血型的鉴定困难。这种情况下，输注O型RBC是明智的。
获得性B抗原–某些细菌[如，大肠埃希菌(Escherichia coli)K-12、第三梭菌(Clostridium tertium)]可以产生和释放去乙酰化酶至循环中，从而将一些个体的A1抗原转化为B样抗原。因此， A1个体(占A表型的80%)在这些细菌种群扩大的情况下(如见于坏死性肿瘤或肠梗阻中的情况)有发生获得性B抗原表型的风险。一旦感染得到成功治疗，患者的ABO血型会恢复为A1型[16]。
获得性B抗原的个体绝不能输注AB或B型血，因为患者体内自然存在的抗B同种抗体(参见下文‘ABO抗体’)可能会快速清除循环中输入的细胞。然而，这种抗-B抗体并不会与携带获得性B抗原的患者自身RBC反应。
ABO抗体 — ABO系统也通过是否存在自然产生的同种抗体(也称为“同种血凝素”)来确定；这些抗体针对个体RBC上缺失的A和/或B抗原。出生4-6个月后，随着婴儿期早期肠道定植，婴儿暴露于与A和B抗原结构相似(如，分子模拟)的细菌性抗原后，血液中通常会开始出现ABO抗原的抗体[17]。
A型个体将具有抗-B抗体
B型个体将具有抗-A抗体
O型个体将同时具有抗-A和抗-B抗体
AB型个体既无抗-A也无抗-B抗体
这些抗体即是输血前抗体检查(也称为反向定型)所检测的RBC凝集素。(参见“红细胞输注前检验”，关于‘抗体筛查’一节)
下列情况可能会出现原本应该产生的抗-A或抗-B没有产生的情况[18-21]：
弱ABO亚型，患者似乎是O型，但缺乏抗-A和抗-B。
接受来自不同ABO血型供受者的造血干细胞移植。
诸如某些免疫缺陷状态时所见的低丙种球蛋白血症，所有抗体产生均减少。
异卵双胎在宫内通过循环发生RBC混合，从而出现诱导耐受(如，O型双胞胎暴露于A型细胞，就不形成抗-A抗体)。
高于正常滴度的抗-A或抗-B抗体可见于妊娠、近期疫苗接种或摄入大量活菌后(如，益生菌治疗)。输注来自抗-A或抗-B抗体滴度极高供者的含血浆血制品，如血小板或新鲜冰冻血浆(Fresh Frozen Plasma, FFP)，即使输入的血浆量不多也可能会导致受者出现严重的溶血性输血反应[22]。由于存在这一潜在的问题，一些医疗机构在为非O型受者提供血制品之前会对所有O型血小板进行同种抗体滴度检测，以确定抗-A和抗-B滴度是否超过机构规定的阈值。
ABO不相容可导致急性溶血性输血反应(acute hemolytic transfusion reaction, AHTR)、HDFN及实体器官移植排斥反应(表 1)：
AHTR–大多数输血引发的死亡是ABO不相容性输血时发生的AHTR所致，而这发生的原因通常是记录错误。
HDFN–与严重AHTR危及生命的影响不同，大多数与母体抗-ABO抗体相关的HDFN病情相对较轻，因为出生时A和B抗原尚未发育完全。但O型母亲所生的B型非洲裔美国人新生儿例外。这一族群中，新生儿出生时B抗原似乎发育得更成熟，并且HDFN可更加严重，有时需要换血治疗。(参见“妊娠期非Rh(D)抗原有关红细胞同种抗体的管理”，关于‘ABO’一节和“胎儿和新生儿溶血性疾病的产后诊断和治疗”，关于‘出生后处理’一节)
器官排斥反应–ABO不相容性移植中，移植器官上皮细胞和内皮细胞上的ABO抗原导致移植物排斥反应/失败风险较高，这也为根据受者ABO血型来匹配移植器官提供了理论基础。(参见上文‘造血干细胞和实体器官移植’)
Rh血型系统
Rh抗原 — Rh抗原位于RBC膜不可或缺的非糖基化跨膜蛋白上(图 1)。Rh系统中已识别出了45种以上经血清学确定的抗原[23]。最常见的包括D、C、c、E和e(没有“d”抗原)[24]。高加索人种和黑人中最常见的表型分别是DCe和Dce(表 3和表 4)[25,26]。这些抗原由两个独立但紧密关联的基因编码，即RHD和RHCE。RhAG和Rh蛋白似乎可发挥氨/铵转运蛋白的作用[25]。
以下Rh表型在输血前和产前检查中需要注意：
Rh阴性–RBC不表达RhD抗原的个体通常被称为Rh阴性个体。这种表型是RHD基因缺失的结果(见于白种人)，或者是RHD基因失活突变的结果(见于非洲裔个体)[3]。在RhD阴性的育龄女性中预防同种异体免疫反应非常重要，因为如果孕育胎儿为RhD阳性，则有发生HDFN的风险。(参见下文‘Rh抗体’和“妊娠期Rh(D)同种异体免疫的预防”)
部分D或弱D–D抗原存在一些变异型，被称为部分D、弱D、Rh mod、D(u)和D(el)。在某些情况下，所有现有血清学试剂都可能会鉴定这些细胞为RhD阳性，但在另一些情况下可能不会。这些变异型的患者可能存在产生抗D抗体的风险，他们的血液可能导致D-阴性受者形成抗-D抗体[27]。运用基因型分型解决这类复杂血清学结果的方法详见其他专题。(参见“红细胞输注前检验”)
弱D抗原DEL很罕见，主要见于日本和中国人群，很难检测出来，尤其是用单克隆Rh试剂检测时。资料显示，DEL-阳性供者血不太可能会使Rh-阴性受者出现初次免疫，但它可能促进既往已免疫的Rh-阴性患者的再次应答[28,29]。
RhCE变异型–某些个体具有产生C或E抗原改变的变异型，常规血清学抗原分型可能无法检出改变后的C或E抗原。因此，当输注采用标准表型检测匹配Rh的RBC时，这些个体可能面临发生同种异体免疫反应的风险。这在镰状细胞病(sickle cell disease, SCD)患者尤其突出并值得注意[30]。该发现提示需要采用分子基因分型来指导SCD患者的输血[31]。(参见“镰状细胞病患者的红细胞输注”，关于‘输血技术’一节)
Rh空表型–Rh空表型是指缺乏所有Rh抗原，而Rh阴性是指缺乏RhD抗原。Rh-空表型罕见。该表型最常与编码RHAG基因的突变有关，该基因编码Rh-相关糖蛋白[(Rh-associated glycoprotein, RhAG)；与下文讨论的RhG不同]。RhAG是Rh抗原定位于RBC膜所必需的[25]。RHAG突变也与一种遗传性口形红细胞增多症相关。这些个体可存在慢性、轻度的代偿性溶血性贫血，RBC渗透脆性增加，以及外周血涂片可见口形红细胞(参见“口形红细胞增多症和干瘪红细胞增多症”，关于‘RhAG’一节)。Rh-空表型也可由抗原表达缺失相关的RHD和RHCE变异型同时存在引起。
输血时，Rh空表型的个体可能产生针对常见Rh抗原的一种或多种抗体，从而导致极其难以获取相容性血液。
RhG–RhG抗原表达于携带C或D抗原的红细胞上。针对G抗原的抗体似乎有抗-C加抗-D表现。为了对妊娠女性进行合理的产前监测及正确给予RhD免疫球蛋白，区分妊娠女性的抗-G和抗-C加抗-D具有重要的临床意义(有抗-G的个体可以接受抗-D免疫球蛋白，而有抗-RhD的个体不应接受) [32]。(参见“妊娠期RhD同种异体免疫概述”，关于‘G’一节)
Rh抗体 — 大部分针对Rh抗原的抗体是暴露于其他个体的血液(如，输血或妊娠)和同种异体免疫反应的结果。已有关于自然产生针对E和Cw(Cc位点的替代抗原)的免疫球蛋白(immunoglobulin, Ig)M抗体的罕见报道。所有这些抗体都可引起显著溶血，导致严重的HTR和HDFN(表 1)。(参见上文‘血型发挥作用的情况’)
可能性极低的情况下，RhD阴性的育龄女性可能会意外地暴露于RhD阳性RBC，原因可能是记录错误影响了RBC输注或输注RhD阳性供者的血小板，这种情况下存在轻度的同种异体免疫反应风险。一项纳入130例RhD阴性个体的研究中，受试者接受了1个或多个单位的RhD阳性血小板输注，结果显示没有受试者产生了抗RhD抗体[33]。一些专家在这种情况下会给予预防性抗-D免疫球蛋白[又称Rho(D)免疫球蛋白]。咨询具备该领域专业知识的输血工作人员可能会有所帮助。关于这个问题的其他信息详见其他专题。(参见“血小板输注治疗的临床及实验室问题”，关于‘ABO、Rh和HLA匹配’一节)
HDFN–抗-RhD(最开始称为抗-Rh)可引起最严重的HDFN类型，有时可导致胎儿水肿，偶尔甚至导致胎儿死亡。RhD阴性女性在妊娠期间应用抗-D免疫球蛋白已显著减少了由母体抗-D引起的HDFN发生率。因此，由抗-c和抗-E导致的HDFN可能更常见。(参见“妊娠期RhD同种异体免疫概述”和“妊娠期非Rh(D)抗原有关红细胞同种抗体的管理”和“胎儿和新生儿溶血性疾病的产后诊断和治疗”，关于‘出生后处理’一节)
HTR–针对Rh抗原的同种抗体是HTR(尤其是延迟性HTR)的常见原因。因为Rh抗体几乎从不结合补体，RBC破坏几乎仅通过脾捕获介导。
如上所述，在e位点有特定变异型的SCD患者可能产生抗-E和抗-e-样抗体，这会可使输血变得特别困难。这种情况下，有人提出将供者与已知有Rh抗原变异的患者进行分子匹配，以改善相容性检测[31]。(参见上文‘Rh抗原’)
AIHA–目前已显示较高比例的AIHA病例中存在Rh系统特异性的自身抗体，其中抗-e最常见。抗-e可与98%的任意供者RBC单位发生反应，这使得识别相容性血液较困难。如果没有溶血，则不需要给予Rh(e)-阴性血；Rh(e)-阴性血应仅用于已形成同种抗-Rh(e)的患者。抗-Rh(C)可能很难检出，但据报道其可导致溶血和血红蛋白尿。(参见“成人温抗体型自身免疫性溶血性贫血(AIHA)”，关于‘重度贫血的稳定及输血’一节)
Lewis、P1P(K)、GLOB和I血型系统
Lewis、P1P(K)、GLOB和I抗体 — Lewis、P1PK、GLOB和I血型抗原由糖蛋白和糖脂上的小碳水化合物表位决定，与ABO抗原在结构上相关。与ABO系统相似，这些抗原也是通过特异性糖基转移酶的作用而产生。
Lewis–Lewis血型系统由编码岩藻糖转移酶的FUT3基因控制。Lewis抗原被动地吸附于RBC上。现认为胃黏膜表面的Lewis抗原是幽门螺杆菌(Helicobacter pylori)的受体，但该观点受到了质疑[34,35]。(参见“幽门螺杆菌感染的病理生理和免疫应答”，关于‘细菌黏附作用’一节)
P1和PK–P1和Pk血型系统由编码半乳糖转移酶的A4GALT基因决定。P1和Pk抗原是某些大肠埃希菌菌株的受体位点。P-空表型的个体可抵御这些菌株感染。(参见“泌尿道感染中细菌的黏附和其他致病因子”，关于‘黏附素’一节)
GLOB–GLOB血型系统由编码半乳糖转移酶的B3GALNT1基因控制。属于GLOB血型系统的P抗原是细小病毒B19的受体。与P1和Pk抗原一样，它也是致肾盂肾炎大肠埃希菌的一个黏附位点[36]。
I–I血型系统由编码N-乙酰氨基葡萄糖转移酶的GCNT2基因控制。I抗原的功能还不清楚。I-阴性的成人表型(也成为i-阳性)在人群中发生率小于1%。这些个体会自然产生抗-I，抗-I可发生反应的温度范围常增加。抗-I的临床意义是多变的，这种情况下需要关于RBC生存的专门研究，以决定是否需要输注I-阴性RBC。已有报道称，Ⅰ-阴性(i-阳性)表型与先天性白内障具有相关性[37]。
Lewis、P1P(K)、GLOB和I抗体
抗-Lewis–Lewis抗体主要产生于Le(a-b-)型个体。这些抗体通常见于上述个体的妊娠期间和产后，它们极少导致输血反应。
•抗-Lea可能具有临床意义；这种情况下，是否发生溶血与体外溶血试验相关，因此可选择交叉配血相合的供者血制品。
•OLe(a-b-)型个体很少会出现溶血性或IgG反应性抗-Lea和抗-Leb，但这种罕见的可能性给这类个体中需要大量RBC单位输注的患者带来了特殊的问题。由于Le(a-b-)型仅见于6%的随机供者人群，体内中和抗-Leb也许是一种可行的方法，而不是尝试着寻找Le(a-b-)血制品单位。体内中和抗-Leb时，可使用1-2单位Le(b+)供者的血浆(FFP、液体血浆)来中和患者的抗-Leb。然后使用Le(a-b+)供者的血制品可完成输注，因为差不多4/5的随机ABO相合供者血制品单位为Le(a-b+)型[38]。这些血制品单位将发生Leb抗原脱落，并在输血后24小时内表现为受者的Le(a-b-)型。患者的抗-Leb抗体活性恢复时(正常情况下发生于输血后48-72小时内)，输注的RBC将不再被破坏。
Lewis抗体不会引起HDFN。
抗-P1PK–抗-P1常会自然产生，一般被认为几乎无临床意义。罕见情况下，该抗体发生反应的温度范围可能会很大，尤其是在P1阴性的家鸽饲养者或包虫病或棘球蚴囊肿患者中。这种情况下或抗体为IgG时，输注P1-阴性血是明智的。抗-P1不会导致HDFN。
抗-P
抗-Ⅰ–大多数抗-Ⅰ抗体为IgM且热幅较低(即，在室温或低于室温时具备反应性)，这些抗体很少引起输血相关的问题。Ⅰ-阴性(i-阳性)个体输注随机供者RBC单位时极少会出现RBC破坏增加。抗-i罕见。
据报道，肺炎支原体(Mycoplasma pneumoniae)可导致部分个体发生急性自限性溶血。这种微生物可改变患者RBC上的I抗原，使其免疫原性增加。这会引起患者自然产生的抗I自身抗体的滴度和反应温度范围增加。当感染得到成功治疗时，患者的I抗原会转为正常，但在抗体水平降低前，先前增加的抗-I水平会破坏患者的一部分自身RBC。
罕见情况下，患者的抗I自身抗体的反应温度范围增加(即，>31°C)，此时可能需要血液加温器。患者的核心体温应尽量维持在接近37°C，以避免冷诱发的溶血恶化。(参见“冷凝集素病”，关于‘治疗’一节)
抗-I不会引起HDFN。
MNS血型系统
MNS抗原 — MNS(也称为MNSs)血型系统包括若干抗原[40]，包括位于血型糖蛋白A的M和N，位于血型糖蛋白B的S和s，以及许多高发生率的抗原，其中最著名的是U。MN和Ss紧密相连，这个系统的抗原通常会一起遗传。
血型糖蛋白A和B都是唾液酸糖蛋白。唾液酸残基是RBC膜净负电荷的主要决定簇。血型糖蛋白A与RBC膜的带3相关。血型糖蛋白A有恶性疟原虫入侵的唾液酸依赖位点，以及一些病毒和大肠埃希菌的受体。血型糖蛋白A也可作为补体受体(complement receptor, CR)。(参见“红细胞表面抗原和细胞骨架蛋白异常的抗疟疾作用”，关于‘血型糖蛋白A和其他表面抗原’一节)
著名的MNS抗原表型包括以下几种：
极其罕见的En(a-)表型，因缺乏血型糖蛋白A而形成，它更常见于芬兰。
S-阴性、s-阴性、U-阴性表型也是一种罕见的表型，大多数情况下由血型糖蛋白B位点编码区纯合性缺失引起。它会导致血型糖蛋白B缺乏，其见于2%的黑人群体。
极其罕见的Mk/Mk表型会导致血型糖蛋白A和B均缺失。这些RBC严重缺乏唾液酸残基，但并不出现溶血。
Mur抗原是MNS系统中发生率较低的抗原之一，它在大多数群体(包括高加索人)中的发生率小于1%。然而，中国大陆、中国台湾和泰国人群中的发生率分别为6%、7%和9%。
MNS抗体
抗-M
抗-N
抗-En(a)–抗-Ena可能见于非常罕见的En(a-)表型患者(血型糖蛋白A完全缺失)。抗-Ena可以导致严重的HTRs和HDFN。
抗-Mur
抗-S和抗-s
抗-U–抗-U可以是一个相对常见的血清学问题，尤其是在U-阴性表型(缺乏血型糖蛋白B)发生率较高的黑人中。抗-U可引起严重的HTR和严重的HDFN。
如果没有抗-U试剂可供有抗-U的患者筛选相容的RBC单位，且黑人供者相对较多时，则可采用大豆凝集素来筛选。大豆凝集素会与U-阴性RBC反应，而U-阴性RBC的唾液酸含量是减少的。然后，RBC的U状态可通过抗-U来确认。
Kell血型系统
Kell抗原 — Kell系统包括若干的抗原，这些抗原位于高度折叠的膜糖蛋白上(由KEL基因编码)。这种蛋白属于金属内肽酶，其在使生物活性肽激活和/或失活方面可能具有一定作用。该系统中最容易被识别的抗原有：K(也称为KEL1)及其替代等位基因k(也称为Cellano或KEL2)；Kpa(KEL3)和Kpb(KEL4)；以及Jsa(KEL6)和Jsb(KEL7)。微生物感染有时可导致Kell系统抗原(尤其是Kpb)短暂受抑。Kell蛋白需要完整的二硫键以维持抗原性完整。
Kell抗原的表达也需要XK蛋白(图 1)，XK蛋白由单独的XK基因编码。XK基因与男性X-连锁慢性肉芽肿病(chronic granulomatous disease, CGD)基因位点紧密相连；但并无证据表明其具有病理生理作用。XK是以二硫键与Kell相连的跨膜转运蛋白。
McLeod–McLeod表型与XK突变导致的一致较弱的K系统抗原相关，XK基因产物对于携带Kell抗原的糖蛋白实现恰当膜锚定是必需的(如上所述)(图 1)。这种表型的个体存在代偿性溶血性贫血，且外周血涂片显示有明显的棘红细胞增多[43]。XK基因突变可与McLeod综合征相关，这是一种罕见的X-连锁综合征，以舞蹈病、其他神经功能障碍和肌病为特征[44]。(参见“针状细胞(锯齿状红细胞和棘红细胞)与靶形红细胞的成因”，关于‘血型系统异常’一节和“神经棘红细胞增多症”，关于‘MCLEOD综合征’一节)
Kmod–K基因的点突变或错义突变可导致所有Kell系统抗原均明显减少(只能通过吸附/洗脱技术检测)的Kmod表型。
K0–Kell-空表型(也称为K0)会导致无任何K系统抗原产生。K0个体可能产生被称为抗-Ku的抗体，该抗体对所有RBC(K0RBC除外)均具有广泛的反应性。
接受单克隆抗体达雷木单抗治疗(如，治疗多发性骨髓瘤)的患者在输血前抗体检测时似乎会出现全凝集反应，而酶治疗有时可用于规避这个问题。有一点值得注意，这种酶治疗可以破坏Kell系统抗原，这种情况下必须注意选择K1-阴性血液制品进行输注。(参见“红细胞输注前检验”，关于‘Daratumumab’一节)
Kell抗体 — 抗-K可导致严重的HTR和HDFN。细菌可诱发抗-K的产生，这可能是由于存在交叉反应抗原。抗-k是针对高频率抗原(k-阴性个体的人群发生率约为1/500)的最常见抗体之一。抗-Jsb主要见于非洲裔美国人。抗-Jsa和抗-Kpa针对随机供者人群的低频率抗原。
HTR–针对Kell抗原的抗体可导致HTR。对于有CGD和McLeod表型的个体，输血可诱导产生抗-Km同种抗体。这些患者可接受McLeod或K0型血。具有CGD和McLeod表型的患者也可以形成被称为抗-KL的同种抗体，包括抗-Km和抗-Kx(Kx是XK蛋白上的一种抗原)。这些患者只能输注具有McLeod表型的ABO相合供者的血液。K-空表型或Kmod表型个体也可产生被称为抗-Ku的抗体。这些患者必须只能接受K0型血，这种血型非常罕见，只能通过有罕见供者登记的供者中心获取。
抗-k、抗-Jsb、抗-Jsa、抗-Kpa和抗-Kpb也可以导致轻度至中度HTR。SCD患者接受主要来自黑人供者的血液后形成抗-Jsa会使可用供者群体减少30%(Jsa抗原在黑人中的频率)。由于试剂级抗-Jsa稀缺，可能需要使用患者血清以寻找Jsa阴性供者的血制品，但前提是在检测的抗球蛋白期抗体反应强度要在1+以上。
HDFN–抗-K可导致严重HDFN，它是相对较大一部分有临床意义的非-Rh HDFN病例的原因。K抗原在胎儿发育早期形成，表达于骨髓红系前体细胞；因此，针对K的抗体除了引起成熟RBC溶血以外，还会抑制正常红细胞生成。这种骨髓抑制被认为是Kell相关HDFN中出现严重贫血的原因。抗-k、抗-Jsb、抗-Jsa、抗-Kpa和抗-Kpb也可导致轻度至中度HDFN(参见“妊娠期非Rh(D)抗原有关红细胞同种抗体的管理”，关于‘Kell抗原’一节和“胎儿和新生儿溶血性疾病的产后诊断和治疗”，关于‘出生后处理’一节)。
AIHA–大约1/250温抗体型AIHA患者会存在针对Kell血型系统抗原的自身抗体。有时，表达Kpb抗原的AIHA患者的抗原表达会短暂受抑(如，由于合并感染)，使Kpb的自身抗体“看起来像”同种抗体。这使得很难决定是否应对这类患者输注Kp(b-)型血。放射性铬红细胞生存研究可能有助于判断特定时间点抗体的临床意义。(参见“红细胞寿命：正常值及检测方法”)
Duffy血型系统
Duffy抗原 — Duffy血型抗原位于完整RBC膜不可或缺的一种糖蛋白上，这种蛋白被称为Duffy抗原趋化因子受体(Duffy antigen receptor for chemokines, DARC)，它的其他名称包括不典型趋化因子受体1(atypical chemokine receptor 1, ACKR1)、Fy糖蛋白及CD234。DARC由ACKR1基因编码。个体可表达Fya和Fyb的任何一种组合；Fy(a-b-)表型也被认为是Fy等位基因的纯合子。这一等位基因源于ACKR1启动子的多态性，这种多态性可干扰转录因子结合并阻碍其在红系细胞中的表达。
DARC是一种多重跨膜糖蛋白，它是多种促炎症细胞因子[如，白细胞介素(interleukin, IL)-8、单核细胞趋化蛋白-1、RANTES)的趋化因子受体[45,46]。Duffy抗原也被疟疾寄生虫(间日疟原虫和诺氏疟原虫)用来进入RBC。因此，大约70%的西非黑人为Fy(a-b-)，这赋予了他们抵抗这些疟疾寄生虫入侵的能力。裂殖子可黏附于Fy(a-b-)RBC，但不能进入细胞并最终会脱离，遗留下明显变形的RBC[47]。(参见“红细胞表面抗原和细胞骨架蛋白异常的抗疟疾作用”，关于‘Duffy血型系统’一节)
Fy(a-b-)个体的基线中性粒细胞数量也可能下降。当中性粒细胞绝对计数(absolute neutrophil count, ANC)低于正常下限(即，<1500/μL)，则认为患者有良性种族性中性粒细胞减少症(benign ethnic neutropenia, BEN)，也称为良性家族性中性粒细胞减少症或先天性中性粒细胞减少症。其发生机制尚不完全清楚，但可能与RBC对细胞因子的清除减少有关。10%-15%的Fy(a-b-)个体的ANC低于1500/μL。(参见“成人不明原因中性粒细胞减少的评估方法”，关于‘良性族群性中性粒细胞减少(BEN)’一节)
Duffy抗体 — 目前已报道了数种针对Duffy抗原的抗体。抗-Fy3是一种同种抗体，可与Fy(a-b-)之外的所有RBC反应，包括Rh-空表型细胞。抗-Fy5也是一种同种抗体，可与Fy(a-b-)和Rh-空表型之外的任何Duffy表型细胞反应。Fy(a-b-)型个体偶尔会因输血而发生同种异体免疫，并产生抗-Fy5；相比之下，抗-Fy3较为罕见。据报道，Fy(a-b-)基因型的3例高加索人和1例克里特岛印第安人在形成抗-Fya后产生了抗-Fy3。抗-Fyb的产生在Fy(a-b-)黑人较罕见，可能是因为Fyb免疫原性较弱。抗-Fyb通常产生于已被多种血型抗原致敏的患者。
抗-Fya可引起明显的HTR和HDFN。
抗-Fyb偶尔引起HTR，罕见情况下可导致HDFN，并且即使发生HDFN通常也是轻度。
抗-Fy3可导致显著HTR。
抗-Fy5导致轻度HTR已有1例报道。
抗-Fy3或抗-Fy5个体应输注Fy(a-b-)型血液。非洲裔美国人供者70%为Fy(a-b-)型，故对这类供者进行筛查容易获得上述血液。
Kidd血型系统
Kidd抗原 — Kidd血型系统由KIDD基因控制的Jka和Jkb两个等位基因决定。Kidd抗原的载体分子是一种尿素通道蛋白，它可保护RBC免受肾脏渗透压力的损伤，其机制为当RBC进入肾髓质时，它会将尿素转运入RBC，而当RBC离开肾髓质时，它又将尿素转运出RBC[48]。
Jk(a-b-)表型也被称为Jk(3-)，其见于大约1%的波利尼西亚人和高比例的菲律宾人，并且在非洲裔和次大陆印度裔个体中也有报道[49]。
一些全自动血液分析仪在计数白细胞(white blood cell, WBC)和血小板前会用2M尿素溶解去除RBC[50]。Jk(a-b-)RBC不会被2M尿素溶解，这可能会导致假性的高WBC或血小板计数。2M尿素不能溶解RBC的现象已被用于筛查Jk(a-b-)表型[50]。Jk(a-b-)个体的肾细胞的尿素转运减少，因此他们也不能最大限度地浓缩尿液[51]。
Kidd抗体
HTR–抗-Jka和较小程度上的抗-Jkb是很大一部分严重HTR的原因，包括可能较严重的急性和延迟性反应。这些抗体通常是IgG型，可结合补体，并导致溶血。
抗-Kidd抗体的另一个特性是难以被检测到，因为它们在血浆中往往迅速降至不可检出的水平。输血前检测不出抗-Kidd抗体可能解释其在延迟性HTR中的作用，延迟性HTR是由于血制品中Kidd-阳性RBC诱发了回忆应答。有Kidd抗体的个体还应佩戴描述有该信息的医疗警示手环。
HDFN–虽然可以导致溶血，但抗-Kidd抗体极少与HDFN相关。即使发生HDFN，通常也是轻度的，不过已有严重溶血的报道。(参见“妊娠期非Rh(D)抗原有关红细胞同种抗体的管理”)
有临床意义(较罕见)
有关其他血型的信息，如Lutheran、Vel、Globoside(P和Pk)、Chido-Rodgers、Gerbich、Colton和Diego，将在以下章节介绍。
Lutheran血型系统 — Lutheran系统，在LU位点编码，包括位于两种糖蛋白上的多种抗原，Lua和Lub是目前最常识别到的。血型糖蛋白是黏附分子，可能在成熟RBC迁移出骨髓的过程中发挥作用；它们通过与血影蛋白相互作用而连接于RBC细胞骨架上[52,53]。Lua见于大约8%的欧洲和非洲人群，而Lub在世界范围内都很常见。Lutheran抗原可抵抗酶治疗(无花果蛋白酶或木瓜蛋白酶)，但巯基试剂二硫苏糖醇(dithiothreitol, DTT)可使其失活。
有Lua抗体的患者血液与Lua-阳性细胞培育会出现特征性“混合凝集(mixed field)”外观(凝集和未凝集细胞混合)；抗-Lua可导致轻度延迟性HTR和轻度HDFN。
Lub抗体可导致轻度HTR；目前尚无抗-Lub相关HDFN的报道。
被称为抗-Lu3的抗体可见于Lu(a-b-)空表型患者。目前尚无关于抗-Lu3临床意义的具体资料。
Vel血型系统 — Vel系统由VEL编码，只包含Vel抗原。这是一种高频率抗原，见于超过99.98%的人群。罕见的Vel-阴性个体通过输血或妊娠暴露于RBC后可产生针对Vel抗原的免疫。抗-Vel通常是IgG和IgM混合抗体，可以结合补体；因此有抗-Vel的患者输注Vel-阳性血可导致严重的HTR。这点很重要，因为弱Vel表达的供者可能被错误定型为Vel-阴性。
抗-Vel可导致HDFN(罕见)，但这种HDFN被认为程度较轻，因为胎儿细胞不会表达高水平的Vel抗原。
Chido-Rodgers血型 — Chido-Rodgers血型由编码补体C4成分的C4A和C4B基因控制(参见“补体途径”)。血型抗原位于C4d片段，该节段在补体激活过程中C4裂解时会被释放出来，并从周围血浆吸附到RBC表面上。两种抗原(Chido和Rodgers)均见于90%以上的人群。蛋白水解酶可使抗原失活，但DTT不能使其失活。
Chido-Rodgers血型空表型可能与某些感染(如，细菌性脑膜炎)及自身免疫性疾病的(如，系统性红斑狼疮和自身免疫性肝炎)的易感性相关[54,55]。
针对Chido和Rodgers抗原的抗体在输血前抗体筛查的间接抗球蛋白试验中表现为脆性凝集(易于消散)。这些抗体可通过加入混合血浆而被中和，而且它们均可与体外制备的C4d-包被的RBC发生强烈反应。
Gerbich血型抗原系统 — Gerbich血型系统基于GYPC基因的变异而产生，此基因编码血型糖蛋白C(glycophorin C, GPC)和血型糖蛋白D(glycophorin D, GPD)。这些蛋白质可与RBC细胞骨架相互作用。GPC似乎是某些恶性疟原虫虫株进入RBC的受体。
Gerbich-空表型RBC(即，完全无GPC和GPD的细胞)，也被称为Leach表型或Ge(2-3-4-)，其在一定程度上能抵抗疟疾，呈椭圆形外观，但不出现溶血[56]。这种表型常见于墨西哥和美拉尼西亚(某些太平洋岛)血统个体。(参见“遗传性椭圆形红细胞增多症及相关疾病”，关于‘血型糖蛋白C突变’一节)
已有关于自然产生抗Ge2同种抗体的报道。据报道，针对某些Gerbich抗原的抗体(包括抗-Ge2和抗-Ge3)可引起HTR，其中部分抗体可引起严重的血管内溶血。在美国，这些抗体见于墨西哥和美拉尼西亚后裔。当使用冷冻Ge-阴性RBC单位检验血液相容性时，在溶解和去甘油化整个血制品单位之前使用冷冻样本片段很重要，因为某些“Gerbich-阴性”RBC仍然可以含有一定的Gerbich抗原。
Gerbich抗原在HDFN中尚无报道。
一些AIHA病例中已有针对Gerbich抗原的自身抗体的报道，但其在AIHA中是否具有致病作用还存有疑问[57-59]。
Colton血型系统 — Colton血型系统由AQP1基因座控制，包括2个等位基因，Coa和Cob。AQP1编码水通道蛋白1，即旧称 CHIP28的水通道。(参见“红细胞水合的控制”，关于‘水通道’一节)
Coa极为常见，可见于99%以上人群；Cob见于大约8%-11%的个体，最常见于欧洲裔个体。Colton抗原可抵抗酶消化作用，抗-Coa和抗-Cob均能较好地与酶处理的RBC反应。然而，检测抗-Cob的试剂并非广泛可用。
Coa和Cob的抗体可引起HTR，抗-Coa还可引起HDFN。抗-Cob极少作为单独的同种抗体出现，其通常在有其他同种抗体的情况下形成。
Diego血型系统 — Diego血型系统是基于SLC4A1基因的两个等位基因形成的血型系统，该基因编码带3蛋白，也称为阴离子交换蛋白1(anion exchanger, AE1)。带3/AE1是RBC膜-细胞骨架整体结构的一部分，也是离子转运蛋白，它可使RBC交换碳酸氢根和氯离子。若带3/AE1突变影响其与细胞骨架的相互作用和/或离子交换功能，则可引起遗传性球形红细胞增多症、东南亚卵形红细胞增多症及遗传性口形红细胞增多症。(参见“口形红细胞增多症和干瘪红细胞增多症”，关于‘带3蛋白’一节和“遗传性球形红细胞增多症”，关于‘带3蛋白缺乏’一节)
带3/AE1蛋白的胞外部分有多种Diego抗原。大多数在人群中的表达相对罕见。Dia是一个例外，多达35%的南美洲印第安人和美国印第安人表达此抗原。另一对Diego抗原是Wright(Wr)抗原。Wra不常见，但Wrb很常见。
Dia和Dib的抗体可导致HTR和HDFN。自然产生Wra的抗体较常见，抗-Wra可导致严重的HTR和HDFN。Wrb的同种抗体极其罕见，但Wrb的自身抗体有时可见于AIHA患者。
没有或很少有临床意义
Cartwright(Yt)血型系统 — Cartwright血型系统由编码乙酰胆碱脂酶的ACHE基因控制。有两种Cartwright(Yt)抗原，即Yta和Ytb。大多数人表达Yta，大约8%的人表达Ytb。
抗-Yta在输血前检测中通常表现为弱抗体，临床意义不一。尚无Yta导致HDFN的报道，可能是因为其在胎儿出生时还未完全成熟。
抗-Ytb罕见，尚无导致HTR和HDFN的报道。
Knops血型系统 — Knops血型系统由CR1基因控制，该基因编码补体受体1，也称为CD35。
某些Knops抗原(也称为非洲Knops抗原)对恶性疟原虫所致疟疾和结核分枝杆菌(Mycobacterium tuberculosis)感染可能有一定程度的抵御作用[60]。(参见上文‘抵抗红细胞寄生虫’)
尚不清楚针对Knops抗原的抗体是否会导致HTR或HDFN。
学会指南链接
部分国家及地区的学会指南和政府指南的链接参见其他专题。(参见“Society guideline links: Transfusion and patient blood management”)
总结
血型系统是由单基因或一个紧密连锁的同源基因群控制的一种或多种抗原的组合。目前国际输血学会已识别出了35种血型系统。有临床意义的主要血型系统列于附表中(表 1)。血型抗原是指存在于红细胞(RBC)表面由血清学抗体检测确定的糖或蛋白(图 1)。(参见上文‘术语’)
任何曾出现具有临床意义的抗体的患者均应输注无相关抗原的血制品，无论在后续检测中是否检出该抗体。造血干细胞可从任何血型的供者移植给任何血型的受者。对于实体器官/组织移植，常规做法是采用与受者ABO相同的器官进行移植。(参见上文‘血液成分输注’和‘造血干细胞和实体器官移植’)
胎儿和新生儿溶血性疾病(HDFN)是一种可能致命的同种免疫反应，该病中针对胎儿RBC抗原的母体抗体可通过胎盘并引起胎儿期或新生儿期溶血性贫血(母体抗体可在胎儿血浆中持续存在数周)。(参见“妊娠期RhD同种异体免疫概述”和“妊娠合并Rh(D)同种异体免疫的处理”和“妊娠期非Rh(D)抗原有关红细胞同种抗体的管理”)
某些RBC抗原和抗体可能与自身免疫性溶血性贫血(AIHA)、RBC寄生虫抵抗性及某些疾病易感性相关，但其他患者特征和危险因素对疾病风险的影响可能比血型抗原的影响程度大得多。(参见上文‘自身免疫性溶血性贫血’和‘抵抗红细胞寄生虫’和‘疾病易感性’)
关于有临床意义的血型系统的抗原和抗体信息已在上文讨论：
•ABO和Rh–(参见上文‘ABO血型系统’和‘Rh血型系统’)
•Lewis、P1PK、GLOB和I(参见上文‘Lewis、P1P(K)、GLOB和I血型系统’)
•MNS–(参见上文‘MNS血型系统’)
•Kell–(参见上文‘Kell血型系统’)
•Duffy–(参见上文‘Duffy血型系统’)
•Kidd–(参见上文‘Kidd血型系统’)
•Lutheran–(参见上文‘Lutheran血型系统’)
•Chido-Rodgers–(参见上文‘Chido-Rodgers血型’)
•Gerbich–(参见上文‘Gerbich血型抗原系统’)
•Colton–(参见上文‘Colton血型系统’)
•Diego–(参见上文‘Diego血型系统’)
致谢
UpToDate感谢对这一专题的早期版本做出贡献的David W Cohen, MA, MT(ASCP)SBB。
参考文献
Daniels G, Reid ME. Blood groups: the past 50 years. Transfusion 2010; 50:281.
Flegel WA. Pathogenesis and mechanisms of antibody-mediated hemolysis. Transfusion 2015; 55 Suppl 2:S47.
Technical Manual, 19th edition, Fung M, Eder AF, Spitalnik SL, et al (Eds), AABB Press, Bethesda, MD 2017.
Denomme GA. The structure and function of the molecules that carry human red blood cell and platelet antigens. Transfus Med Rev 2004; 18:203.
Curtis BR, Edwards JT, Hessner MJ, et al. Blood group A and B antigens are strongly expressed on platelets of some individuals. Blood 2000; 96:1574.
Curtis BR, Fick A, Lochowicz AJ, et al. Neonatal alloimmune thrombocytopenia associated with maternal-fetal incompatibility for blood group B. Transfusion 2008; 48:358.
Kamphuisen PW, Eikenboom JC, Bertina RM. Elevated factor VIII levels and the risk of thrombosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2001; 21:731.
Morange PE, Tregouet DA, Frere C, et al. Biological and genetic factors influencing plasma factor VIII levels in a healthy family population: results from the Stanislas cohort. Br J Haematol 2005; 128:91.
Trégouët DA, Heath S, Saut N, et al. Common susceptibility alleles are unlikely to contribute as strongly as the FV and ABO loci to VTE risk: results from a GWAS approach. Blood 2009; 113:5298.
Reid ME, Bird GW. Associations between human red cell blood group antigens and disease. Transfus Med Rev 1990; 4:47.
Wolpin BM, Chan AT, Hartge P, et al. ABO blood group and the risk of pancreatic cancer. J Natl Cancer Inst 2009; 101:424.
Amundadottir L, Kraft P, Stolzenberg-Solomon RZ, et al. Genome-wide association study identifies variants in the ABO locus associated with susceptibility to pancreatic cancer. Nat Genet 2009; 41:986.
Risch HA, Yu H, Lu L, Kidd MS. ABO blood group, Helicobacter pylori seropositivity, and risk of pancreatic cancer: a case-control study. J Natl Cancer Inst 2010; 102:502.
Dipta TF, Hossain AZ. The Bombay blood group: are we out of risk? Mymensingh Med J 2011; 20:536.
Human Blood Groups, 3, Geoff Daniels (Ed), Wiley-Blackwell, 2013.
Roath S, Todd CE, Shaw D. Transient acquired blood group B antigen associated with diverticular bowel disease. Acta Haematol 1987; 77:188.
Daniel-Johnson J, Leitman S, Klein H, et al. Probiotic-associated high-titer anti-B in a group A platelet donor as a cause of severe hemolytic transfusion reactions. Transfusion 2009; 49:1845.
Julius CJ, Wade M, Waheed A, et al. Common variable immunodeficiency: diagnosis by absent ABO reverse type. Immunohematology 1997; 13:80.
Linz WJ, Currie RT. ABO discrepancy: reverse type. Transfusion 2007; 47:1.
Beattie KM. Perspectives on some usual and unusual ABO phenotypes. In: A seminar on antigens on blood cells and body fluids, Bell CA (Ed), American Association of Blood Banks, Washington, DC 1980. p.97.
The ABO Blood Group System. In: Modern Blood Banking and Transfusion Practices, Harmening DM (Ed), 1999. p.113.
Josephson CD, Castillejo MI, Grima K, Hillyer CD. ABO-mismatched platelet transfusions: strategies to mitigate patient exposure to naturally occurring hemolytic antibodies. Transfus Apher Sci 2010; 42:83.
Van Kim CL, Colin Y, Cartron JP. Rh proteins: key structural and functional components of the red cell membrane. Blood Rev 2006; 20:93.
Avent ND, Reid ME. The Rh blood group system: a review. Blood 2000; 95:375.
Westhoff CM. The Rh blood group system in review: a new face for the next decade. Transfusion 2004; 44:1663.
Reid MR, Lomas-Francis C. The blood group antigen facts book, Harcourt Brace and Company, 1997.
Denomme GA, Wagner FF, Fernandes BJ, et al. Partial D, weak D types, and novel RHD alleles among 33,864 multiethnic patients: implications for anti-D alloimmunization and prevention. Transfusion 2005; 45:1554.
Kumpel B. Are weak D RBCs really immunogenic? Transfusion 2006; 46:1061.
Shao CP. Transfusion of RhD-positive blood in "Asia type" DEL recipients. N Engl J Med 2010; 362:472.
Chou ST, Jackson T, Vege S, et al. High prevalence of red blood cell alloimmunization in sickle cell disease despite transfusion from Rh-matched minority donors. Blood 2013; 122:1062.
Karafin MS, Field JJ, Gottschall JL, Denomme GA. Barriers to using molecularly typed minority red blood cell donors in support of chronically transfused adult patients with sickle cell disease. Transfusion 2015; 55:1399.
Muller CL, Schucker JL, Boctor FN. When anti-G and anti-C antibodies masquerade as anti-D antibody. J Matern Fetal Neonatal Med 2011; 24:193.
O'Brien KL, Haspel RL, Uhl L. Anti-D alloimmunization after D-incompatible platelet transfusions: a 14-year single-institution retrospective review. Transfusion 2014; 54:650.
Borén T, Falk P, Roth KA, et al. Attachment of Helicobacter pylori to human gastric epithelium mediated by blood group antigens. Science 1993; 262:1892.
Ilver D, Arnqvist A, Ogren J, et al. Helicobacter pylori adhesin binding fucosylated histo-blood group antigens revealed by retagging. Science 1998; 279:373.
Hellberg A, Westman JS, Olsson ML. An update on the GLOB blood group system and collection. Immunohematology 2013; 29:19.
Yu LC, Twu YC, Chou ML, et al. The molecular genetics of the human I locus and molecular background explain the partial association of the adult i phenotype with congenital cataracts. Blood 2003; 101:2081.
Hossaini AA. Neutralization of Lewis antibodies in vivo and transfusion of Lewis incompatible blood. Am J Clin Pathol 1972; 57:489.
WORLLEDGE SM, ROUSSO C. STUDIES ON THE SEROLOGY OF PAROXYSMAL COLD HAEMOGLOBINURIA (P.G.H.), WITH SPECIAL REFERENCE TO ITS RELATIONSHIP WITH THE P BLOOD GROUP SYSTEM. Vox Sang 1965; 10:293.
Reid ME. MNS blood group system: a review. Immunohematology 2009; 25:95.
Wikman A, Edner A, Gryfelt G, et al. Fetal hemolytic anemia and intrauterine death caused by anti-M immunization. Transfusion 2007; 47:911.
Bakhtary S, Gikas A, Glader B, Andrews J. Anti-Mur as the most likely cause of mild hemolytic disease of the newborn. Transfusion 2016; 56:1182.
Symmans WA, Shepherd CS, Marsh WL, et al. Hereditary acanthocytosis associated with the McLeod phenotype of the Kell blood group system. Br J Haematol 1979; 42:575.
Marsh WL, Marsh NJ, Moore A, et al. Elevated serum creatine phosphokinase in subjects with McLeod syndrome. Vox Sang 1981; 40:403.
Neote K, Mak JY, Kolakowski LF Jr, Schall TJ. Functional and biochemical analysis of the cloned Duffy antigen: identity with the red blood cell chemokine receptor. Blood 1994; 84:44.
Afenyi-Annan A, Kail M, Combs MR, et al. Lack of Duffy antigen expression is associated with organ damage in patients with sickle cell disease. Transfusion 2008; 48:917.
Miller LH, Mason SJ, Clyde DF, McGinniss MH. The resistance factor to Plasmodium vivax in blacks. The Duffy-blood-group genotype, FyFy. N Engl J Med 1976; 295:302.
McDougall DC, McGregor M. Jk:-3 red cells have a defect in urea transport: a new urea-dependent lysis test. Transfusion 1988; 28:197.
Wester ES, Johnson ST, Copeland T, et al. Erythroid urea transporter deficiency due to novel JKnull alleles. Transfusion 2008; 48:365.
Heaton DC, McLoughlin K. Jk(a-b-) red blood cells resist urea lysis. Transfusion 1982; 22:70.
Sands JM, Gargus JJ, Fröhlich O, et al. Urinary concentrating ability in patients with Jk(a-b-) blood type who lack carrier-mediated urea transport. J Am Soc Nephrol 1992; 2:1689.
Parsons SF, Lee G, Spring FA, et al. Lutheran blood group glycoprotein and its newly characterized mouse homologue specifically bind alpha5 chain-containing human laminin with high affinity. Blood 2001; 97:312.
An X, Gauthier E, Zhang X, et al. Adhesive activity of Lu glycoproteins is regulated by interaction with spectrin. Blood 2008; 112:5212.
Rowe PC, McLean RH, Wood RA, et al. Association of homozygous C4B deficiency with bacterial meningitis. J Infect Dis 1989; 160:448.
Dunckley H, Gatenby PA, Hawkins B, et al. Deficiency of C4A is a genetic determinant of systemic lupus erythematosus in three ethnic groups. J Immunogenet 1987; 14:209.
Pasvol G, Anstee D, Tanner MJ. Glycophorin C and the invasion of red cells by Plasmodium falciparum. Lancet 1984; 1:907.
Reynolds MV, Vengelen-Tyler V, Morel PA. Autoimmune hemolytic anemia associated with autoanti-Ge. Vox Sang 1981; 41:61.
Mochizuki T, Tauxe WN, Ramsey G. In vivo cross-match by chromium-51 urinary excretion from labeled erythrocytes: a case of anti-Gerbich. J Nucl Med 1990; 31:2042.
Hildebrandt M, Hell A, Etzel F, et al. Determination and Successful Transfusion of Anti-Gerbich-Positive Red Blood Cells in a Patient with a Strongly Reactive Anti-Gerbich Antibody. Infusionsther Transfusionsmed 2000; 27:154.
Noumsi GT, Tounkara A, Diallo H, et al. Knops blood group polymorphism and susceptibility to Mycobacterium tuberculosis infection. Transfusion 2011; 51:2462.