主要内容与发现：
细菌代谢在肠道微生物群落生态学和宿主-微生物群落相互作用中起着重要作用。然而，大多数肠道细菌的新陈代谢能力仍然是未知的。
实验内容：
报告了96个系统发育不同的肠道细菌菌株在4个丰富的和15个确定的培养基上的生长特性。
结果：
绝大多数菌株(76)在至少一种确定的培养基中生长，从而能够准确评估其生物合成能力。这些不一定匹配系统发育相似性，从而表明一个复杂的进化的营养偏好。
结论：我们鉴定了氨基酸和短链脂肪酸抑制的粘蛋白利用剂和物种。我们的分析也揭示了体外研究的培养基，其中生长能力与体内丰度相关性很好。通过纠正现有肠道微生物基因组尺度代谢模型中的路径缺口，证明了潜在资源的进一步价值。
The media resource and the extracted knowledge on growth abilities widen experimental and computational access to the gut microbiota.
*微生物与宿主之间的相互作用：
微生物群与宿主的相互作用通常是由细菌代谢产物介导的，如：维生素、短链脂肪酸、氨基酸、神经递质、毒力因子和毒素。
例如，在非糖尿病个体中，特定的肠道细菌可以导致支链氨基酸血清水平升高，而支链氨基酸与胰岛素抵抗相关。
一些群落成员，例如泰泰亚类杆菌，被认为能够代谢诸如粘蛋白这样的复合物基质，这对于理解它们对炎症和感染的贡献至关重要，例如通过削弱粘膜屏障
本研究的重要性：
到目前为止，大多数肠道细菌种类都是在未知的复合培养基中生长的，而且只有极少数的种化学成份被描述过。这严重限制了对群落功能的机械研究，例如，发现交叉喂养的代谢物或将功能性代谢物与生产者物种联系起来。
此外，重建物种和群落水平代谢模型的计算努力主要依赖于定义的生长中介的可用性。
因此，目前难以确定饮食或种间相互作用与微生物群组成和动态之间的机械联系。
本研究中：细菌分布在4种丰富的(未定义的)和15种定义的培养基上
为了解决这个问题，我们在这里报告了一个庞大的、具有系统发育学代表性的人类肠道细菌群体的生长剖面，这些细菌分布在4种丰富的(未定义的)和15种定义的培养基上。这使我们能够描述它们的营养偏好，准确地描绘它们的生物合成能力，发现几种细菌的代谢特征，并根据肠道微生物群生态学来研究它们的生长特征。
结果：
1.具有代表性的肠道细菌的筛选Selection of representative gut bacterial species
细菌选择的重点：普遍存在与健康人的高丰度菌株（To cover a wide range of phylogenetically as well as metabolically diverse representatives of a healthy human gut microbiota, we selected a total of 96 bacterial strains from 72 species. First, 95 species commonly occurring within the human population—meeting the criteria of relative abundance of 1% or more in at least one sample and a prevalence of more than 10%—were preselected from published metagenomics datasets collected in four countries from a total of 364 healthy humans ）
为了涵盖一个健康的人类肠道微生物群的广泛的系统发育和代谢多样性代表，我们从72个物种中选择了96个菌株。首先，从四个国家公布的宏基因组学数据集中，从364名健康人中预先选出95种在人群中普遍存在的物种，其中至少有一个样本的相对丰富度达到1% 或以上，患病率超过10%
菌株信息： 58 cultivable bacterial strains from 45 species
From these, 58 cultivable bacterial strains from 45 species—preferably isolated from human samples and with publicly available and annotated genomes—were selected. We further added 13 probiotics from the genera Lactobacillus and Lactococcus, 13 pathogens (from the genera Salmonella, Shigella, Vibrio, Yersinia and enteropathogenic Escherichia), three Fusobacterium strains linked to colorectal cancer and inflammatory bowel disease (IBD)20,21, two strains commonly causing foodborne diseases (Clostridium perfringens)22, Eggerthela lenta and Actinomyces odontolyticus often associated with abdominal sepsis or bacteraemia23,24, and one additional representative of three abundant genera (Coprococcus, Eubacterium and Prevotella). Finally, to increase the coverage of metabolic diversity, we additionally selected two species, Clostridium saccharolyticum and Pseudoflavonifractor capillosus, which were available in culture collections and formed separate metabolic clusters representing reactions not covered by the other selected species (Methods). The final species collection (Supplementary Table 1) thus represents not only highly abundant and prevalent genera but also important species linked to colorectal cancer, IBD, infectious diseases and taxa of beneficial probiotics (Fig. 1a). For seven of the selected species, genomes were sequenced and assembled in this study (Methods and Supplementary Table 1). Overall, the selected bacteria represent a cumulative enzyme coverage, at EC level 4, of close to 90% when mapping to 364 human gut metagenomes of healthy individuals and cumulative abundance coverage of 72% on average across metagenomics datasets
菌株选择的标准：
不同类别的选定菌株的数目用括号表示。B)根据从丹麦、西班牙、中国、美国4个国家的364名健康个体采集的粪便宏基因组，建立了人肠道微生物组的种核及其在该资源中的代表性(方法)。箱线图显示了根据种属(使用通用标记基因方法50分类)选定的核心种，并按门标示; 内框显示四分位数范围，中间为黑色垂直线; 外柱延伸到第5和第95百分位数。在364个宏基因组学数据集中个别属的流行程度在同一面板的右侧用灰色描述。每个属364个宏基因组数据集中的物种多样性及其相对丰度用灰色方框表示。用可分配的宏基因组学总量标准化的所代表物种的相对丰度的累积部分读作丰度，分别显示在每个国家的有色右侧面板中(见插图)。最后一个面板显示了相对于核心微生物组的累积酶覆盖率。选定生长介质概述。不同类别的媒体数目用括号表示。所有新复合培养基的营养群表示论比较。圆的大小与各营养组的数量呈线性关系。与基本培养基 M3 dGMM + LAB 相比，M4-M11培养基的变化额外用白点标记。
- 培养基的选择Media selection and design
对于绝大多数选定的96个菌株，既没有生长角色塑造数据，也没有确定的生长培养基以前可用。据我们所知，到目前为止，只有7种确定的或极少量的培养基可用于这些细菌的子集，即大肠桿菌杆菌和其他肠杆菌11、泰氏拟杆菌12、小流行细菌14、产气荚膜梭菌13、卡氏拟杆菌和鼠李糖杆菌 cae 15和其他类杆菌16。
为了能够对所有96种菌株进行详细的代谢角色塑造，我们设计了几种定义培养基，考虑了肠道细菌种类的各种已知代谢需求。首先，我们开发了一个化学定义版本的肠道微生物培养基(GMM25)排除所有非定义化合物，如酵母和肉提取物。另一种定义培养基是把 Zhang-Mills-Block 126和前面描述的支持各种乳酸菌生长的化学定义培养基(以下简称 LAB 培养基)结合起来制备的。在此基础上，将已确定的 GMM (dGMM)与乳糖为1 g l-1、血红素为0.5 mg l-1和2 mg l-1 ß -nad 的 LAB 培养基混合，命名为 dGMM + LAB。这些都是通过排除 SCFA 或芳香族氨基酸，通过降低矿物质和维生素的数量或通过减少氨基酸的数量到10% 。另外三种培养基含有额外的粘蛋白、粘蛋白作为碳水化合物的唯一来源，或者单糖作为碳水化合物的来源(图1d 和补充表2)。我们进一步扩充了培养基，包括之前描述的太湖拟杆菌(Bacteroides thetaiotaomicron)、产气荚膜梭菌和细小威廉氏菌(Veillonella parvula12,13,14)以及大肠杆菌(E.coli MM)的两个修饰版本(图1c 和补充表2)。所有培养基的初始 pH 值都设置为7，在小肠和结肠的范围内。
为了培养更多的高度挑剔的微生物，我们还设计了四种用于肠道微生物群落或个体培养的未定义富集培养基: GMM25，mGAM29(改良岐阜厌氧培养基，HyServe) ，WCA (Wilkinson Chalgren 琼脂，Sigma-Aldrich)和 BHI (脑心浸液，Sigma-Aldrich) ，分别添加0.5 mg l-1 in 和2 mg l-1-nad (BHI + +)。我们的最终集合由15个定义的富媒体和4个富媒体组成。
3.生长剖面揭示了营养偏好的复杂演变Growth profiles reveal complex evolution of nutritional preferences
我们对所选的96个菌株在所有19种培养基中的生长性能进行了评价。所有培养均在厌氧条件下进行，并通过测量光密度(OD 在578 nm)监测生长长达48小时(方法和补充表3和4)。为了确保观察到的生长不是由于接种过程中营养物质的迁移，我们测试了96个菌株中的55个菌株在所有测试培养基中的连续生长能力，共3代(方法)。值得注意的是，我们观察到在第1代和第3代之间93% 以上的病例可以重复生长(或无生长)。在许多剩余的案例中，OD 测量(在第1或第3段中)处于我们认为的增长阈值(maxOD ≥0.15; 方法)。此外，我们观察到通道之间存在差异的情况既不局限于挑剔的物种，也不局限于最小的介质。这些结果以及高度的重复性表明，接种前在富营养基中的营养残留没有或只有一个微小的影响。
值得注意的是，绝大多数菌株---- 96个菌株中的76个---- 至少在一种特定的培养基中生长。不同物种间促生长媒介的中位数为10个，不同媒介间促生长媒介的中位数为51个(图2a-c)。总的来说，我们的培养基允许在复杂和特定的培养基中肠道细菌的系统发育和功能多样性的生长。
A，热图显示了96株肠道细菌在最小(M1，M13-M16)、界定(M2-M11)和富集培养基(GMM，BHI + ，WCA 和 mGAM)中的生长能力。所显示的数值是相应媒体达到的最大 OD 值的平均值(方法及补充表4和5)。生物复制的中位数为5。每种菌株-培养基组合的确切复制数见补充表5。19个测试介质的生长支持能力; 中位数显示为灰色虚线垂直线。培养基偏好频率为96个测试细菌; 中位数显示为灰色虚线垂直线。D，根据肠道细菌在19种培养基上的生长情况对被测肠道细菌进行聚类(方法)。颜色标志着不同的门类。生长量在不同分类等级中的分布不同(最大欧氏距离)。箱线图显示的是第一或第三个四分位数小于1.5的所有数据的中值和四分差。
对30个品种进行培养48小时后的 pH 值测定(方法) 。正如所料，大多数种类的酸化介质，其 pH 值下降的程度与观察到的生长成反比(补充图3)。一些种类也增加了 pH 值，特别是在富含蛋白质的培养基中(补充图3) ，表明肽/蛋白质的利用。进一步的 pH 动态分析跨越一个更大的菌株和培养基可能因此提供额外的见解，对肠道微生物的基本生理学。
观察到许多物种的挑剔行为。有趣的是，这并不局限于任何特定的系统发育分区: 在四个或更少的培养基中生长的19个菌株来自13个不同的属(六个门) ，而同一属的其他受测成员更像是在五个或更多培养基中生长的通才。目的: 研究双歧杆菌亚种的生物学特性，探讨双歧杆菌亚种的生物学特性。结果表明，lactis BL-04菌株仅在4种富集培养基中生长，其余4个菌株(b. longum subsp。本文报道了一种新记录种——动物芽孢杆菌亚种。本文报道了长胶亚种 lactis BI-07、长胶亚种 b。婴儿和青春期双歧杆菌在6到十三种不同的媒介中生长。这种不同的生长模式在大多数属中都可以观察到。以 Bacteroides 为例，在这项研究中最具代表性的菌属为例，均变菌属 b. coprocola、 b. eggerthii 和 b. uniformis HM-715只在丰富的或专门的介质中生长。相比之下，除了所有四种丰富的培养基外，其他类杆菌种类在几种微小的或特定的培养基中生长。在十种固定培养基中生长的脆弱黑麦草和弯曲黑麦草 HM-720具有一种特殊的通用行为。相反，在更高的分类等级之间也发现了类似的生长模式。例如，粘液性赤眼蜂和瘤胃球菌在我们的筛选中表现出明显相似的生长模式。虽然来自不同的门，这两个物种几乎全部生长在两个特定的界定培养基中含有粘蛋白。事实上，这两个物种之前已经被描述为在粘液层中争夺类似的生态位。总的来说，反映系统发育相似性的生长模式，以及那些暗示平行或趋同演化朝向同一代谢生态位的生长模式，在大多数分类学分支中都很明显，从顺序到菌株水平(图2 d，e; 补充图4)。
4.体外生长与肠道微生物丰度相关In vitro growth correlates with abundance in the human gut microbiome
我们接下来分析了细菌在肠道微生物群落中的生长特性。为此，我们将19种培养基中每种物种的生长能力(最大 OD 值)与364个健康个体的消化道宏基因组中的丰度相关(方法)。几个被测试的培养基显示了显著的正相关(图3a)。其中，mGAM 和 M4表现出最高频率的正相关性，这表明这些可能更接近模拟生长条件，就细菌所使用的营养素而言，在肠道。这一假设虽然难以验证，但具有很高的实际意义: 具有良好相关性的培养基为体外机制研究提供了基础，其中生长率依赖效应将减少。事实上，据报道 mGAM 反映了培养29,32之后肠道群落的复杂性。
A、364例健康人肠道宏基因组中细菌平均生长量(58株)与随机背景下双侧 Student t 检验(方法)的相关性分布(方法: 补充表6 p 值)。箱线图显示 IQR，中位数值和胡须扩展到包括所有离第一或第三四分位数小于1.5 IQR 的值。* p < 0.05及 * * p < 0.05经多次测试作出修正(补充表6)。丰富培养基中物种生长中位数等级与特定培养基中物种生长中位数等级之比的 log2分布。灰色阴影区域标记了 log2比率1上面的区域，我们用它来识别特定培养基中的物种(方法)。偏好特定媒介的物种显著高于特定媒介的物种(双侧学生 t 检验)。在11个物种中只有8个可以在宏基因组学数据中唯一标记。箱线图显示 IQR，中位数值和胡须扩展到包括所有离第一或第三四分位数小于1.5 IQR 的值。
此外，多达11种细菌在特定的培养基中比在丰富的培养基中生长得更好(图3b 和补充表7) ，并且在特定的培养基中比大多数其他细菌生长得更强(补充图5)。我们假设这些物种新陈代谢的强健性使它们能够在营养不足的环境中生存。事实上，我们发现这些物种在健康个体的肠道宏基因组中更为普遍(方法) ，可能代表了不同营养限制的肠道环境(图3c)。
5.SCFAs 和氨基酸抑制几种肠道细菌的生长 SCFAs and amino acids inhibit growth of several gut bacteria
我们的筛选也使我们能够评估 SCFAs 和氨基酸的抑制作用，这些物质已知会影响微生物组的动力学。SCFAs，特别是醋酸盐、丙酸盐和丁酸盐，是肠道菌群进行复杂碳水化合物分解过程的主要副产物。SCFAs 在细菌的交叉喂养中起主要作用，但也与各种宿主的健康状况有关。此外，据报道，在低 pH 时，SCFAs 对某些物种具有毒性。我们观察到，在我们的屏幕上，一些物种也受到影响，其中的起始 pH 是环中性的。生理水平对15种植物的生长有影响(图4a 和方法) ，并与标准 dGMM + LAB 培养基的生长相比较。虽然 SCFAs 促进了一个物种(乳杆菌)的生长，它们的存在大大抑制了一些肠道细菌的系统发育不同(图4a)。据我们所知，SCFAs 对这些物种的生长抑制作用以前没有被描述过。在未来，研究 pH 值对这些抑制作用的影响将是非常有趣的。我们还评估了氨基酸对生长的抑制作用，因为一些肠道共生菌对(特异性)氨基酸37很敏感。我们鉴定了3个菌株，b. clarus，b. xylanisolvens 和 p. merdae，它们对芳香族氨基酸的存在比较敏感，而其他菌种，如 c. perfringens C36和几个乳酸菌种，则依赖这些氨基酸生长旺盛(图4a)。此外，当总氨基酸水平降低90% 时，大多数被测物种的生长都受到负面影响。相反，Blautia obeum 在氨基酸减少后生长增加(图4a)。本种也一般显示更好的生长在明确的媒介比在丰富，并且更喜欢与营养排斥的媒介(图2a) ，表明敏感性对营养过剩一般。
A，肠道细菌抑制或促进在没有 SCFAs (M5) ，芳香族氨基酸(M11)或当氨基酸的数量减少到10% (M10)相比，基本培养基(M3)。B、在以粘蛋白为唯一碳水化合物来源的情况下生长的物种重叠(M9点)、在附加粘蛋白的情况下生长改善的物种(M8点)(与基本培养基 M3相比提高了2倍以上)和已知粘蛋白降解酶≥3的物种(基于 CAZy 数据库的作图; 方法和补充图6a，b)。受益于粘蛋白(M8或 M9)的菌株显示在热图; * 菌株以前已知降解粘蛋白38。
6.粘蛋白促生长作用Growth promotion by mucin
据我们所知，到目前为止，只有来自四个属的十几个物种被描述为粘蛋白降解物38。在我们的屏幕上，更多的物种在这种生物高聚物的存在下繁衍生息。以粘蛋白为唯一碳水化合物来源的粘蛋白(M9 hits)可以促进19个物种的生长，其中15个物种可以存活，粘蛋白(a. mucinphila)和粘蛋白(r. torques)两个类别重叠在这两个类别之间(图4b; 补充图6a，b) ，这两个类别以前都报道过粘蛋白代谢。其他已知的降解菌，如长胶亚种 b。结果表明，在 M8标本中发现的菌株包括长胶菌、脆弱菌、草莓菌和草莓菌。因此，属于这一类别的其他物种是潜在的但尚未描述的粘蛋白降解剂或利用剂，包括六种拟杆菌菌株，Collinsela aerofaciens，Clostridum bolteae，parabteroides merdae，pseudoflavonicfractor capilsus，Roseburia hominis 和 intestinalis。此外，这些潜在降解者中的四个，b. stercoris，c. aerofaciens，c. bolteae，r. hominis，可能使用未知的酶，因为只有少数或没有已知的基因参与粘蛋白降解途径可以在他们的基因组中被鉴定(方法，图4b 和补充图6a)。除了潜在的活性粘蛋白降解，一些物种的部分生长促进可能来源于粘蛋白释放的唾液酸(方法; 补充图6c)。那些不能降解粘蛋白但能从其降解产物如唾液酸中获益的物种属于粘蛋白利用剂的范畴。进一步的实验将有必要澄清粘蛋白直接降解的贡献，唾液酸的利用，也许还有污染物。例如，一些肠道细菌菌株可以降解粘蛋白，但不能使用唾液酸39。我们注意到，粘蛋白促进生长的作用仅限于某些物种，而大量的粘蛋白降解/杂质可能会在整个筛选过程中引起非特异性效应。这支持了粘蛋白的降解/利用作用的物种在这里确定。总的来说，这些补充黏蛋白的实验表明肠道细菌中更广泛的黏蛋白降解/利用能力比目前已知的更多，并为进一步的研究提供了候选物种。
7.定义培养基资源提高肠道细菌生物合成能力的预测Defined media resource improves prediction of biosynthetic capabilities of gut bacteria
定义的培养基，除了允许控制培养，是评估微生物生物合成能力的基本要求。基因组尺度的新陈代谢模型能够以结构化的方式将其形式化，并允许研究遗传和环境干扰以及社区行为的影响。本文报道了773个人类肠道细菌基因组尺度代谢模型(AGORA 模型)资源15。这些覆盖了在我们的屏幕上生长的96个菌株中的40个至少在一个确定的培养基上(没有考虑含有粘蛋白的培养基)。然而，这些模型中只有10个能够重现我们经过实验验证的培养基上的生长情况(补充表9) ，这表明目前用于重建这些模型的信息(基因组序列和文献数据，只有少数种类的特定培养基)不足以捕捉肠道细菌的主要代谢能力。事实上，当我们使用我们定义的媒介资源来改进这些模型(通过填补网络中的空白; 图5和方法) ，我们可以成功地重现剩余30个物种在实验观察的媒介上的增长(补充表9)。在改进的模型中，填补空白的反应跨越了从中枢碳代谢到维生素生物合成的几个代谢途径(补充图7和补充表9) ，其中许多我们可以使用来自 TIGRFAM 基因家族数据库41的基因组证据进一步验证(图5和补充表9)。然而，相应的 TIGRFAM 序列匹配得分只是中等的ーー很可能是由于数据库中对模式生物的注释偏差ーー因此可以解释为什么在最初的重建中没有发现这些反应。因此，在确定的培养基和生长要求上的综合资源对于准确重建肠道细菌的代谢模型是必不可少的。
·需要将来自几种途径的代谢反应添加到AGORA模型15中，以概括我们研究中实验观察到的生长（方法）。 Metabolic reactions from several pathways need to be added to Agora Model 15 to generalize the growth observed in our experiments
·路径定义根据AGORA模型注释进行。 The Path definition is based on the Agora Model annotations
·新添加（填充的）反应的百分比证据基于与TIGRFAM基因家族数据库（方法）的比较。 The percentage evidence for the newly added (filled) reaction was based on a comparison with the Tigrfam gene family database (method)
·†合并的子系统。
讨论：
培养物收集(如 www.atcc. org 或 www.dsmz.de)推荐种类特殊、复杂的未定义培养基，用于培养单个肠道细菌。此外，目前关于这种细菌在常见和特定培养基上的生长能力的知识还很少，以前的研究主要集中在复合培养基上，以及在培养25,32,42之后维持群落多样性。我们在这里进行了一个系统的评估，在几个未定义的丰富和定义的培养基中，一组具有代表性的肠道细菌的生长。虽然每个测试富培养基支持约80% 的菌株生长，定义培养基如 dGMM + LAB + mucin 和 dGMM + LAB 排除 SCFAs 接近这个数字，支持70% 的测试菌株。
有趣的是，不同物种在 mGAM (一种富含培养基)中的生长能力差异，以及在几种特定培养基中的差异，与其在健康人体肠道微生物组中的相对丰度相关(图3a)。再加上这些培养基的普遍性，在促进种系繁殖方面，这为系统筛选在人体肠道中繁殖的细菌，例如对抗毒品43，以及采用自下而上的方法建立群体开辟了可能性。
大多数细菌具有复杂的代谢需求这一普遍的观点对于肠道细菌来说似乎是不正确的。我们的研究结果不仅强调了在特定介质中的强劲增长，而且一些物种在特定介质中的增长也比在富介质中的增长要好得多。即使在规定的培养基中，一些物种也倾向于排除或减少 SCFAs 和氨基酸，表现出对普通营养素的抑制作用。虽然有些种类的生长需要单链藻酸，例如乙酸盐，但是没有单链藻酸的培养基是我们筛选的顶级培养基中支持大量菌株的培养基。这种营养抑制作用可能是由于，例如，毒性介质在细胞内的积累或 pH 值的不平衡。我们进一步注意到，虽然我们将不到一半的生物复制品中生长的物种-培养基组合标记为不生长，但其中一些情况下的生长能力可能由于对微量氧气等难以控制的因素的敏感性而被掩盖。
补充营养素的量不能过高，不然有毒性：
因此，用于分离和培养迄今尚未培养的肠道细菌的培养基设计，除了补充(假设的)缺失营养素外，还应考虑必要生长成分过量时的毒性。
在这项研究中确定的粘蛋白利用细菌需要进一步调查其在健康和疾病中的作用。例如，我们在以粘蛋白为主要碳源生长的物种中发现了 Coprococcus (图4b，M9点击) ，它以前曾被描述过在粘液层中定居。我们注意到，在我们的研究中包括的10个已知的粘蛋白降解物中，我们只捕获了6个，这可能是由于粘蛋白降解途径不完全(仅利用中间体) ，或者在没有其他首选碳源的情况下有条件地利用粘蛋白48。因此，粘蛋白降解物种的数量很可能远远高于目前所了解的数量，因此结肠屏障完整性中起作用的物种的数量也会大大增加，这对肠道微生物生态学和各自的宿主-微生物组的相互作用至关重要。
目前可用的肠道细菌种类代谢模型，基于基因组学和有关生长需求的文献资料15，在许多情况下(40个中的30个; 补充表9)未能在我们的研究中重现特定培养基上的生长。这突出了提出的资源的价值，以准确评估微生物生物合成能力。此外，系统发育和生长偏好相似性之间的若干不一致的案例(例如，对于 r. gnavus49)也曾报道过，这意味着仅仅使用系统发育相关性作为评估代谢能力的指南是不够的。
总的来说，这里报道的生长培养基和角色塑造代表了一种有助于理解人类肠道微生物组结构和功能的资源。我们设想，这种资源可以探索，以促进新陈代谢模型，并研究的影响，定义的营养条件和异生物质。
方法：
1.细菌的选择方法：
根据40个通用的单拷贝系统发育标记基因描述了原核生物的种类。该种的定义与已建立的分类学50完全一致。采用基于这些系统发育标记基因50子集的方法，对来自三大洲和四个国家的364个已发表的无症状个体的粪便宏基因组进行了相对物种丰度量化。从这些分类丰度剖面中，我们估计了人类肠道微生物组的一个物种核心，其中包括那些最低流行率为10% 的物种，通过稀释至10,000读数到分类标记的作图估计，以及在至少一个样本中相对丰度为1% 或更多。在95个现存物种中，我们选择了45个可培养物种，从人类样本中分离出来，最好带有注释的基因组。这相当于58个选定的菌株。此外，我们选择了13种益生菌、13种病原体、7种与大肠癌、 IBD、食源性疾病或菌血症和败血症有关的菌株，另外还有3个丰富属的代表菌株，即 Coprococcus、 Eubacterium 和 Prevotella，以及2个形成单独代谢支系的菌株(以欧洲共同体编号1.4.3.4、1.5.99.11、2.3.1.178、,2.4.1.117,2.7.1.14,2.7.1.146,2.7.1.147,2.7.7.68,2.7.8.28,2.8.3.17,3.2.1.132,3.5.99.3,4.1.99.2,5.1.2.2,6.3.2.31,6.3.2.34;补充表1).用于选择代谢独特菌株的酶基因注释来自 IMG/M (综合微生物基因组和微生物组数据库; https://img.jgi.doe.gov/ ; 2012年12月18日访问)55,56。
2.酶覆盖率的计算：
选定物种的酶覆盖率估计为 EC 数与选定物种和那些与核心肠道微生物组物种之间的比率(如上一节所定义的)。EC 数字映射使用 KEGG 数据库(KEGG 发布版本79.1,2016年9月1日)。
3.生长的计算：
在37 ° c 的厌氧条件下，用15% 的二氧化碳、83% 的氮气和2% 的氢气混合气体在一个乙烯基厌氧室(COY)中培养细菌。在实验之前，用改良的岐阜厌氧培养基(mGAM29，HyServe)、肠道菌群培养基(GMM25)进行了两次细菌预培养,脑心灌注肉汤(BHI，Sigma-Aldrich)辅以2mg l-1ß-NAD 和0.5 mg l-1血红蛋白(BHI +) ，MRS (de Man，Rogosa and Sharpe，Sigma-Aldrich) + 0.05% 半胱氨酸(MRS +) ,补充10毫米牛磺酸和60毫米甲酸钠(mGAM +)或1:1的 GMM 和 mGAM 混合物(GMM + mGAM)(补充表1)。为了长期保存，含有新鲜制备的细菌培养物和7% DMSO 的低温培养物被紧密密封并在 -80 °c 下冷冻。
关于所有新描述和修改版本的媒体的确切组成，请参见补充表2。结合 dGMM 和 LAB 作为基本培养基(dGMM + LAB)。在含 scfa 的培养基中，大部分 SCFAs 的生理浓度为: 醋酸盐(30mm)、丙酸盐(8mm)、丁酸盐(4mm)、异戊酸盐(1mm)、支链脂肪酸(BCFA)和亮氨酸分解代谢产物(59、60)。为了制备含粘蛋白的培养基，将猪胃粘蛋白(M1778，Sigma-Aldrich)以10mm 磷酸盐缓冲液(ph7.5)每升溶解20g，在121 ° c 高压蒸煮20min。在室温下放置一夜后，离心除去沉淀物，上清液加入培养基中，最终达到每升培养基5克粘蛋白的浓度。猪胃粘蛋白(Sigma-Aldrich)的结合量可达1.5% ，游离唾液酸可达0.2% ，相当于每毫升粘蛋白培养基中含有0.075 mg 唾液酸。在 dGMM + LAB 基本培养基中加入0.075 mg ml-1唾液酸制备唾液酸培养基(补充图6c)。所有固定培养基的 pH 值均调整为7。
为了监测细菌的生长，个别菌株的预培养被稀释到 PBS 中，获得0.5的578 nm 的 OD，然后在0.01的0.01的相应培养基中接种到96微孔板上，用一个可呼吸的密封膜(Sigma-Aldrich)61密封。
每小时，在彻底摇晃1分钟后，通过578纳米的 OD 测量监测生长长达48小时，使用配备有 BioStack 微板堆积器(BioTek)的 Eon 微板光谱仪和周围自行设计的培养箱(位于厌氧室内) ，以保证37 ° c 的持续维持。对于测试条件的一个子集，我们用 pH 指示条(MColorpHast，MERCK)测量了培养48h 后的 pH 值(补充图3)。所有的生物复制(补充表5)用新制备的培养基和接种物分批进行。
96个菌株中的55个(补充表3)进一步测试了潜在的营养遗留效应。培养48h (第1代)后，将5l 培养基连续两次转移到100l 鲜培养基上，培养基分别为第2代和第3代。在整体生长统计中，仅从第一次通过的测量被视为一个额外的生物复制。
通过16S rRNA 基因测序定期检查我们细菌库的纯度。根据两个观察结果估计，生长筛过程中交叉污染的发生率很低: (1)筛网设计包括带有空白介质的井，仅有0.28% 的病例(714个病例中有2个)表现出交叉污染; (2)在最小培养基中的生长具有高度选择性和可重复性，表明生长良好/健壮的物种没有交叉污染。
统计分析：
所有的分析都是使用 r (版本3.2.2， www.r-project.org )和 python (版本2.7.6，www.python. org)执行的。箱线图显示，除非另有说明，智商的中值和胡须扩展到包括所有离第一或第三四分位数小于1.5 IQR 的数值。所有的数据都显示了生物复制的数据。
生长曲线：
生长曲线首先用接种物 OD (BlankOD)进行标准化，以修正中浊度。结果表明: (1)生长曲线可行，可区分生长型和非生长型; (2)生长曲线未完成，未达到稳定期;。生长曲线的生长量估计: (1) maxOD，达到最大 OD 值; (2)生长速率，以斜率表示，OD 为每小时; (3) AUC，曲线下8、12、18、24小时的面积，尽可能用成品生长曲线中的 maxOD 仅计算平均 OD。在需要的地方，相对生长被评估为 maxOD 在特定培养基上除以 maxOD 在 dGMM + LAB 培养基上。此外，为了定性分析，最小最大值为0.15被用来确定成功的生长。通过在所有生物复制中应用多数规则，一个物种被认为是在给定的培养基中生长的。只有来自具有生长表型的复制的数据被用来计算平均 maxOD。数据质量检查相关措施从相应的生物复制考虑只测量符合多数规则: R2(maxOD) = 0.59。
生长曲线聚类：
通过定义介质(M2-M8和 M10-M11)和富介质(GMM，BHI + ，WCA 和 mGAM)上 maxOD 值向量的平均欧几里得度量，计算物种生长剖面之间的差异。利用所得到的距离矩阵进行平均连接法聚类。
培养基偏好性：
我们计算了在丰富和确定的培养基上种群生长的中位数等级的 log2转换分数。在偏好值大于1的情况下，表明了对固定媒介的偏好。当我们需要物种级别的分辨率时，我们在物种分类级别上取平均最大值。
生长与体内丰度相关性计算：
采用 Spearman 等级相关系数对364个个体的核心微生物群落丰度与16种培养基(培养基 M15A、 M15B 和 M16)的平均生长量(MaxOD)进行相关分析。在受试丰度排列背景下，计算 Wilcoxon 双样本秩和检验的显著性。