文献DOI：10.21037/tau.2018.08.14
文献PMID：30505735
文献原文链接：https://sci-hub.se/10.21037/tau.2018.08.14
Transl Androl Urol 2018;7(6):968-977
Effect of nitroso-redox imbalance on male reproduction
亚硝基氧化还原失衡对雄性生殖的影响
摘要：
活性氧（ROS）和活性氮（RNS）是正常代谢过程的副产物，它们是正常细胞功能所必需的，并通过抗氧化机制保持平衡。 ROS和RNS水平的改变可导致亚硝基氧化还原失衡，进而对雄性生殖产生负面影响。减少ROS / RNS的策略包括逃避暴露（吸烟，摄入肉类，污染，热量密集的饮食）、管理生活方式、以及增加抗氧化剂（维生素C，维生素E，α-硫辛酸，牛磺酸，槲皮素）的消耗。针对亚硝基氧化还原失衡的靶向治疗对于治疗男性生殖功能障碍至关重要。本综述概述了内源性和外源性ROS / RNS来源，对雄性生殖的不利影响以及控制亚硝基氧化还原失衡的策略。
关键词：亚硝基氧化还原失衡;活性氧（ROS）;活性氮物种（RNS）;一氧化氮合酶（NOS）;男性生殖
全文翻译：
介绍
活性氧（ROS）是有氧代谢的副产物。羟基（OH-），超氧自由基（O2-）和过氧化氢（H2O2）是ROS的不同种型（1）。 ROS通过氧化还原环境和抗氧化系统保持平衡（2）。然而，在ROS增加的水平，ROS破坏DNA、蛋白质和脂质，通过氧化应激导致组织损伤。增加的ROS水平也可以引发细胞凋亡，导致细胞死亡（3）。氧化应激与炎症增加的几种疾病状态有关，如动脉粥样硬化、哮喘、炎症性肠病（IBD）、糖尿病、阿尔茨海默病、帕金森病和衰老（4-6）。鉴于ROS具有增强的化学反应性，身体已经进化出几种抗氧化防御机制，其显著延迟或抑制氧化应激（2）。细胞抗氧化途径如歧化酶、过氧化物酶和过氧化氢酶起到中和或隔离ROS的作用（2）。在轻度升高的氧化应激期间，组织能够以额外的抗氧化防御作出反应。然而，在严重氧化应激期间，可能发生细胞损伤和死亡（7）。除ROS之外，还有一部分ROS称为活性氮物种（RNS），它是一氧化氮（NO）生成的副产物。过氧亚硝酸根阴离子（ONOO-）、硝酰基离子（NO-）、含亚硝酰基的化合物和NO是RNS（1）的一些同种型。在生理水平上，RNS和ROS对于正常细胞功能如基因激活、血管修饰和酶活性是重要的。然而，在病理水平，RNS导致组织损伤和细胞死亡。与ROS类似，RNS通过亚硝化应激导致组织损伤。亚硝化应激是RNS不平衡产生致病反应的现象（8）。与氧化应激相似，亚硝化应激也来自抗氧化防御系统的功能障碍。具体而言，ROS / RNS水平升高会损害精子DNA、脂质、碳水化合物和蛋白质（1,9,10）。亚硝基氧化还原失衡可通过其对精子和下丘脑 - 垂体 - 性腺（HPG）轴的影响来影响雄性生殖（1,9,10）。在本手稿中，我们将回顾ROS / RNS的作用及其对雄性生殖的影响。
ROS / RNS的合成
由于许多电子转移反应，ROS的主要来源之一来自线粒体。 ROS是由自由电子转化氧形成的，其中线粒体的主要来源来自细胞呼吸[电子传递链（ETC）]（11）。据估计，消耗的所有氧气的0.2-2％在ETC中转化为ROS（12）。这些氧化还原反应主要发生在ETC中的络合物I和络合物III中，其催化直接与氧反应产生自由基的反应（13）。因此，影响ETC的线粒体功能障碍可导致过量的ROS产生（14）。
除线粒体外，ROS还由其他细胞质细胞器如过氧化物酶体产生。黄嘌呤氧化酶（XO）是细胞质中ROS的常见来源。 XO是通过将废物转化为尿酸而清除废物的重要酶，但是当强烈活化时，它有助于高水平的ROS。 XO也存在于过氧化物酶体中，过氧化物酶体是产生ROS的细胞器（15）。过氧化物酶体的主要作用是分解脂肪酸和蛋白质产物，产生过氧化氢和ROS作为副产物。虽然酶和细胞器对正常细胞功能很重要，但XO等酶的过度活性会导致氧化应激。
有几种NO来源会导致亚硝化应激。 NO是常见的生物分子，其在整个身体中具有重要作用，例如血管舒张、血管生成、炎症、细胞凋亡，并且充当神经递质。 NO能够影响几种器官系统，因为它具有亲脂性，容易通过许多细胞成分扩散（16）。 NO通过一氧化氮合酶（NOS）从L-精氨酸生物合成。 NOS催化L-精氨酸的末端胍基氮的氧化以产生NO和L-瓜氨酸。已经鉴定了三种NOS同种型，包括神经元NOS（nNOS，NOS-1），内皮NOS（eNOS，NOS-3）和诱导型NOS（iNOS，NOS-2）（17）。虽然NOS是NO形成的主要贡献者，但也已确定NOS独立来源。值得注意的是，硝酸盐和亚硝酸盐的膳食或外源来源是NO生成的重要原因（18）。硝酸盐经常存在于许多蔬菜中，并且通过胃肠道中常见的硝酸盐还原酶被还原为亚硝酸盐。亚硝酸盐可以通过低pH，抗坏血酸，血红蛋白，肌红蛋白，多酚和黄嘌呤氧化还原酶进一步还原为NO，从而有助于RNS（19）。总之，细胞器和细胞外酶均诱导氧化和亚硝化应激。
氧化/亚硝化应激对精子活力的影响
氧化/亚硝化应激可通过影响线粒体功能影响精子活力（图1）。首先，强有力的证据表明亚硝基氧化还原对精子活力的影响。低浓度的NO可增强运动性（20），而中/高浓度可降低运动性（21）。当NO与超氧化物（O2-）反应产生可影响细胞功能和可持续性的过氧亚硝酸盐时，会发生NO的最显着损害（22,23）。过氧亚硝酸盐影响精子活力的机制可能涉及抑制线粒体呼吸（17），因为过氧亚硝酸盐抑制ETC的成分。过氧亚硝酸盐引起半胱氨酸氧化，酪氨酸硝化和铁硫中心的损害（22），这是ETC的关键组分，并降低线粒体膜电位，这对能量产生至关重要。因此，能量合成减少，并且由于精子的高代谢活动和对线粒体能量的高度依赖而对运动产生重大影响（24）。因此，亚硝基氧化还原失衡对线粒体的影响减少了精子活力。
除了亚硝化/氧化应激通过抑制线粒体中的ECT对精子活力的影响外，自由基还直接影响精子质膜及其相关蛋白质。过氧亚硝酸盐降低Na + / K + -ATPase和Ca2 + -ATPase活性，这是维持渗透平衡，体积，pH，静息膜电位和跨膜转运其他偶联离子所必需的（25,26）。 Na + / K + -ATPase在精子活力中起主要作用。它主要存在于精子尾部的中段并平衡线粒体中的质子梯度（27）。此外，Ca2 + -ATPase负责调节精子活力，因为它通过钙调蛋白的调节激活cAMP的产生，钙调蛋白是运动的重要因素（28）。
因此，这两种酶中的抑制活性将导致运动性降低。这些ATP酶对亚硝化应激敏感，因为它们含有含巯基（SH）的酶和巯基，它们被NO和过氧亚硝酸盐（29）消耗。因此，亚硝基氧化还原环境的不平衡可通过抑制这些必需的膜蛋白导致精子活力降低。
亚硝基氧化还原失衡会损害睾丸激素和促黄体激素（LH）的产生。细胞最初被描述为1850年在睾丸中发现的激素产生细胞（30）。它们通过促进雄激素合成和分泌在睾丸发育和雄性生育中发挥重要作用（31）。它们的功能对于正常发育、正常男性化、精子发生和男性生育能力是必要的（32）。睾丸间质细胞在体内产生超过95％的睾酮，并受垂体前叶LH产生的调节。睾丸间质细胞利用修饰形式的胆固醇形成睾酮。已经表明，氧化 - 亚硝化应激能够改变类固醇生成和精子发生的机制（图2）。
亚硝化应激是通过NO抑制Leydig细胞类固醇生成功能。检测NO对Leydig细胞中类固醇生物合成的影响的实验表明NO给药对类固醇生成具有抑制作用，导致小鼠中睾酮水平受到抑制（10,33,34）。研究表明NO通过抑制胆固醇修饰直接影响睾酮合成，胆固醇修饰是类固醇产品的重要前体（33）。然而，下丘脑 - 垂体 - 性腺轴仍然可诱导，因为GnRH和人绒毛膜促性腺激素（hCG）分别刺激亚硝化应激小鼠刺激LH和睾酮（10）。因此，过量的亚硝化应激可能抑制可能由于下丘脑垂体功能障碍引起的睾酮产生。虽然NO已经证明对睾酮水平有强烈影响，但它似乎也改变了LH分泌。使用暴露于增加的NO水平的小鼠的研究显示垂体前叶分泌LH的能力降低。假设NO信号在大脑的这个区域终止LH释放（34,35）。因此，降低的LH水平可能放大对睾丸产生睾酮的负面影响，因为NO直接降低了Leydig细胞中睾酮的合成。很明显，亚硝化应激是类固醇生成和Leydig细胞功能的重要因素。
氧化应激还与Leydig细胞中睾酮的产生减少有关（36）。几项实验证明了氧化应激对睾丸间质细胞类固醇生成和精子发生的影响。细菌脂多糖诱导的小鼠氧化应激显着降低睾酮合成（37,38）。此外，研究人员确定，氧化应激小鼠中特异性蛋白，类固醇合成急性调节蛋白（StAR）的表达减少，这对于睾酮合成的胆固醇摄取是必需的（37）。有人提出，这种功能障碍的可能机制是通过线粒体中的P450scc酶催化胆固醇转化以及StAR蛋白表达（38）。因此，氧化应激已经表明对Leydig细胞中的类固醇生成具有显著的抑制作用。
亚硝基氧化还原失衡会损害睾丸激素和促黄体激素（LH）的产生。细胞最初被描述为1850年在睾丸中发现的激素产生细胞（30）。它们通过促进雄激素合成和分泌在睾丸发育和雄性生育中发挥重要作用（31）。它们的功能对于正常发育，正常男性化，精子发生和男性生育能力是必要的（32）。睾丸间质细胞在体内产生超过95％的睾酮，并受垂体前叶LH产生的调节。睾丸间质细胞利用修饰形式的胆固醇形成睾酮。已经表明，氧化 - 亚硝化应激能够改变类固醇生成和精子发生的机制（图2）。
亚硝化应激是通过NO抑制Leydig细胞类固醇生成功能。检测NO对Leydig细胞中类固醇生物合成的影响的实验表明NO给药对类固醇生成具有抑制作用，导致小鼠中睾酮水平受到抑制（10,33,34）。研究表明NO通过抑制胆固醇修饰直接影响睾酮合成，胆固醇修饰是类固醇产品的重要前体（33）。然而，下丘脑 - 垂体 - 性腺轴仍然可诱导，因为GnRH和人绒毛膜促性腺激素（hCG）分别刺激亚硝化应激小鼠刺激LH和睾酮（10）。因此，过量的亚硝化应激可能抑制可能由于下丘脑垂体功能障碍引起的睾酮产生。虽然NO已显示出对睾酮水平的强烈影响，但它似乎也改变了LH分泌。使用暴露于增加的NO水平的小鼠的研究显示垂体前叶分泌LH的能力降低。假设NO信号在大脑的这个区域终止LH释放（34,35）。因此，降低的LH水平可能放大对睾丸产生睾酮的负面影响，因为NO直接降低了Leydig细胞中睾酮的合成。很明显，亚硝化应激是类固醇生成和Leydig细胞功能的重要因素。氧化应激还与Leydig细胞中睾酮的产生减少有关（36）。几项实验证明了氧化应激对睾丸间质细胞类固醇生成和精子发生的影响。细菌脂多糖诱导的小鼠氧化应激显着降低睾酮合成（37,38）。
此外，研究人员确定，氧化应激小鼠中特异性蛋白、类固醇合成急性调节蛋白（StAR）的表达减少，这对于睾酮合成的胆固醇摄取是必需的（37）。 有人提出，这种功能障碍的可能机制是通过线粒体中的P450scc酶催化胆固醇转化以及StAR蛋白表达（38）。 因此，氧化应激已经表明对Leydig细胞中的类固醇生成具有显著的抑制作用。
影响氧化/亚硝化应激的因素
吸烟，肉类摄入，污染和肥胖等暴露可导致氧化/亚硝化应激增加（表1）。
香烟烟雾促进循环中的自由基
吸烟与ROS的增加以及许多不利的健康状况有关。 具体而言，吸烟被确定为自由基的促进剂（4）。 香烟烟雾以及焦油相含有特别高水平的NO（39）。 由于吸烟引起的炎症，许多ROS / RNS物种也在肺中由嗜中性粒细胞，肺泡巨噬细胞和嗜酸性粒细胞产生。 众所周知，吸烟者由于慢性炎症而具有更多数量的肺泡巨噬细胞（40）。因此，与非吸烟者相比，吸烟者的NO水平显著升高（41）。 因此，吸烟是ROS / RNS的主要来源，并导致亚硝基氧化还原失衡。
肉类摄入有助于增加自由基
肉类消费与循环中自由基的增加有关。诱导RNS的一种方法是直接食用亚硝酸盐，其长期用于保存肉类。硝酸盐/亚硝酸盐可以防止微生物生长和加工肉类中的毒素，同时还可以提高颜色和新鲜度的稳定性，这也是常用的原因（42,43）。循环中的亚硝酸盐通常通过与红细胞中的血红蛋白反应或通过过氧化氢酶/ H2O2系统中的反应形成硝酸盐（44,45）而被清除和隔离。然而，过量的亚硝酸盐可以沿另一个途径反应并被XO，其他含血红素的酶和抗坏血酸（46-48）还原为NO。因此，亚硝酸盐能够在促氧化环境中产生RNS，这可导致亚硝化应激（49）。另外，肉诱导从烹饪它们时形成的副产物产生ROS。在肉的烹饪过程中，取决于方法和持续时间，以不同的量产生杂环胺（HCA）。一项研究表明，HCA摄入有助于增加氧化应激，而与其他生活方式因素无关（50）。因此，有人认为过量的肉类消耗可能是氧化应激的来源。
环境污染增加了ROS / RNS的暴露
多年来，许多危险化学品被生产并释放到环境中。这些化学物质可能会对个人健康产生不利影响。空气中的污染物和我们的供水中的有毒物质排放，如辐射、杀虫剂和异生物质，会对细胞结构和细胞器产生负面影响。这些排放物含有较高水平的分子，如二氧化硫、二氧化氮、一氧化碳、颗粒物质和臭氧。这些分子通过改变线粒体功能，激活ROS / RNS产生炎症细胞，或通过颗粒本身直接产生来产生ROS / RNS（51）。许多这些污染物进入水源并导致含有谷胱甘肽的重金属，这会改变氧化还原反应，产生过多的自由基。这些重金属还通过结合和失活几种功能来抑制抗氧化酶，导致自由基保护机制减弱（52）。污染物驱动自由基反应并促进氧化/亚硝化应激。
肥胖和饮食会诱发氧化应激
最近，有证据表明肥胖会诱发氧化应激，导致男性性功能障碍（53）。肥胖的特征在于体重增加导致过多的脂肪堆积，超出物理需求的限制，这是身体不活动的直接结果（54,55）。 BMI与氧化应激之间存在强烈的正相关关系（53）。
据信通常与肥胖相关的病症如高血糖，组织脂质水平升高，维生素和矿物质缺乏，慢性炎症和线粒体功能受损都会导致氧化应激（56）。虽然ROS的产生随肥胖而升高，但活性物种的隔离也会减少。肥胖个体在几种抗氧化机制中的活性降低，例如超氧化物歧化酶和谷胱甘肽过氧化物酶（57,58）。除此之外，一些研究表明，肥胖个体的总抗氧化状态会降低（53,59,60）。因此，肥胖诱导的氧化应激能够促成男性性功能障碍。
饮食是产生ROS的另一个因素。高脂肪和碳水化合物的饮食会促进氧化应激和炎症（61）。此外，富含抗氧化剂的食物（如浆果，豆类，坚果和西兰花）摄入不足也会通过降低防御能力而导致氧化应激（61）。不均衡的饮食会导致亚硝基氧化还原失衡，导致男性性功能障碍。
减少氧化/亚硝化应激的策略
ROS和RNS对生殖系统的负面影响可以通过三种策略来实现：（I）避免增加ROS / RNS（吸烟，肉类，污染，脂肪，不活动）的元素和（II）改善生活方式，（III） ）消耗清除ROS / RNS的物质。 避免增加氧化应激的物质的方法包括控制吸烟、摄入肉类、饮酒、缺乏身体活动以及暴露于空气污染（表2）。 这些因素中的每一个都显示出对体内自由基水平的显著影响，因此控制身体氧化环境的主要方法应该是避免这些危险因素。 控制氧化环境的其他策略是通过消耗具有强抗氧化能力的物质。
降低ROS / RNS的生活方式策略
膳食管理是对抗ROS / RNS生产的有力且重要的方法。饮食具体是指监测食物的消耗量以及食物的质量。已显示热量限制可增强总体抗氧化能力并有助于维持最佳的细胞内环境（62）。然而，由于长期卡路里限制难以维持，因此有几种解决方案可以模拟健康益处（63）。食用植物来源的多酚分子（如槲皮素，butein和piceatannol），胰岛素作用增强剂（如二甲双胍）或抑制糖酵解的药物（如2-脱氧葡萄糖）等化合物已被证明是有希望的候选药物模仿卡路里限制和减少活性物种的产生（64）。除热量限制外，优质均衡饮食的消耗减少了ROS的产生。蔬菜和植物来源的食物对维持亚硝基氧化还原平衡具有积极影响。避免卡路里浓稠的糖，饱和脂肪和加工食品，并用营养密集的水果，蔬菜和豆类代替它们，能够增强抗氧化能力，减少氧化应激（65）。重要的是要保持均衡的饮食，避免卡路里密集的食物，以减少活性物质的产生（63）。
虽然饮食管理是管理亚硝基氧化还原环境的重要组成部分，但运动在ROS / RNS生产中也起着重要作用（63）。缺乏身体活动是肥胖及其相关的氧化应激诱导的主要原因。保持一致的身体活动以帮助预防肥胖及其相关病症的发作是有益的。适度的身体活动提高了抗氧化活性，提供了防止DNA，蛋白质和其他细胞结构氧化的保护作用（66,67）。适当维持定期的身体活动将有利于减少ROS / RNS的产生。
维生素C和E.
维生素是强抗氧化剂，可用于减少氧化/亚硝化应激。最强和最丰富的抗氧化剂之一是抗坏血酸（维生素C）。身体无法合成抗坏血酸;因此，它必须通过饮食获得。抗坏血酸与自由基反应，使其稳定且无反应性（68）。抗坏血酸的抗氧化作用能够中和羟基，超氧化物和过氧化氢反应物质（69）。
此外，α-生育酚（维生素E）也具有很强的抗氧化潜力。维生素E能够通过向自由基提供氢基团来抑制脂质过氧化，从而使它们成为非反应性的（70）。维生素E还保护HPG轴免受由乙醇消耗引起的升高的垂体和睾丸TNF-α和IL-6水平的影响。维生素E的作用表明它具有抗炎和抗氧化的能力（71）。维生素C和E作为强效抗氧化剂具有很强的潜力，可以与多种维生素无缝地融入饮食中。
α-硫辛酸（LA）
除维生素外，硫辛酸还证明了其作为抗氧化促进剂的作用。 在许多蔬菜中发现的硫辛酸高的饮食会降低大脑区域的自由基水平，例如下丘脑。 LA促进抗氧化剂的再生，如谷胱甘肽、维生素E和维生素C（72）。 此外，另一项研究探讨了LA对小鼠NO水平的影响。 他们认为LA能够通过抑制iNOS来减少NO的合成。 抑制NO直接降低了亚硝化应激（73）。 因此，LA促进身体的天然抗氧化基础设施，以控制氧化应激。 因此，富含LA的饮食有益于减少ROS / RNS。
牛磺酸
牛磺酸是哺乳动物细胞中最丰富的游离氨基酸之一，也具有抗氧化潜力。 牛磺酸通过直接清除自由基来减少氧化应激。 结果表明，牛磺酸显着阻止了氟化钠（NaF）对大鼠实验诱导的氧化应激。 牛磺酸还增强了治疗大鼠的脑、睾丸和附睾中的抗氧化酶活性和谷胱甘肽水平。 此外，牛磺酸逆转NaF诱导的炎症生物标志物和caspase-3活性的升高以及氧化应激大鼠的脑、睾丸和附睾中的组织学损伤（74）。 在另一项研究中，张等人通过使用人体工程学练习诱导男性氧化应激。 随后，用牛磺酸治疗这些受试者，结果证明牛磺酸减弱了运动诱导的氧化应激。 结果，氧化应激诱导的DNA损伤减弱（75）。
槲皮素
槲皮素是一种在许多水果和蔬菜中发现的黄酮类化合物。槲皮素减少了因暴露于锰而引起的细胞内氧化应激。锰暴露抑制脑 - 垂体 - 睾丸轴功能和睾丸后事件，如大鼠的精子功能。锰干扰线粒体中的氧化磷酸化，导致ROS的产生（76）。这种抑制可能是通过暴露大鼠中由锰引起的持续氧化和内分泌干扰来介导的（77）。槲皮素是一种天然的黄酮类化合物，通过食用水果和蔬菜很容易在饮食中获得。当给予锰时，槲皮素显著（P <0.05）抑制锰诱导的氧化应激生物标志物的升高。此外，槲皮素增加了治疗大鼠的脑、睾丸和附睾中的抗氧化酶活性和谷胱甘肽水平。它还抑制了炎症指数，如caspase-3活性，这有助于保持治疗大鼠的脑、睾丸和附睾的功能（78）。槲皮素用作减少沿脑 - 垂体 - 睾丸轴的氧化应激的药理学试剂。因此，由于亚硝基氧化还原失衡，槲皮素可以是男性性功能障碍的有用介质。
结论
ROS和RNS是过量导致氧化和亚硝化应激的自由基。 最近的研究表明ROS / RNS是不孕症和HPG轴破坏的原因。 环境暴露，通过饮食，污染物和污染是ROS / RNS的来源。 降低ROS / RNS的策略包括避免暴露并增加抗氧化剂的消耗。 目前，人类研究的信息有限，但动物模型得出结论，ROS / RNS可影响雄性生殖和生育。
致谢
这项工作得到了美国泌尿学会研究学者奖和R Ramasamy的Stanley Glaser奖的支持。
脚注
利益冲突：作者没有利益冲突申报。
References
1. Doshi SB, Khullar K, Sharma RK, et al. Role of reactive nitrogen species in male infertility. Reprod Biol Endocrinol 2012;10:109.
2. Gutteridge JM. Lipid peroxidation and antioxidants as biomarkers of tissue damage. Clin Chem 1995;41:1819-28.
3. Ghosh P, Mukherjee S, Bhoumik A, et al. A novel epididymal quiescence factor inhibits sperm motility by modulating NOS activity and intracellular NO-cGMP pathway. J Cell Physiol 2018;233:4345-59.
4. Pandey R, Singh M, Singhal U, et al. Oxidative/Nitrosative stress and the pathobiology of chronic obstructive pulmonary disease. J Clin Diagn Res 2013;7:580-8.
5. Pandey R, Gupta S, Lal H, et al. Hyperhomocysteinemia and cardiovascular disease: The nutritional perspectives. Indian J Clin Biochem 2000;15:20-30.
6. Eiserich JP, van der Vliet A, Handelman GJ, et al. Dietary antioxidants and cigarette smoke-induced biomolecular damage: a complex interaction. Am J Clin Nutr 1995;62:1490S-1500S.
7. Betteridge DJ. What is oxidative stress? Metabolism 2000;49:3-8.
8. Gawda A, Majka G, Nowak B, et al. Air pollution, oxidative stress, and exacerbation of autoimmune diseases. Cent Eur J Immunol 2017;42:305-12.
9. Vieira NMG, Losano JDA, Angrimani DSR, et al. Induced sperm oxidative stress in dogs: Susceptibility against different reactive oxygen species and protective role of seminal plasma. Theriogenology 2018;108:39-45.
10. Masterson TA, Arora H, Kulandavelu S, et al. S-Nitrosoglutathione Reductase (GSNOR) Deficiency Results in Secondary Hypogonadism. J Sex Med 2018;15:654-61.
11. Alfadda AA, Sallam RM. Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol 2012;2012:936486.
12. Balaban RS, Nemoto S, Finkel T. Mitochondria, oxidants, and aging. Cell 2005;120:483-95.
13. Brieger K, Schiavone S, Miller FJ Jr, et al. Reactive oxygen species: from health to disease. Swiss Med Wkly 2012;142:w13659.
14. McMurray F, Patten DA, Harper ME. Reactive Oxygen Species and Oxidative Stress in Obesity-Recent Findings and Empirical Approaches. Obesity (Silver Spring) 2016;24:2301-10.
15. Di Meo S, Reed TT, Venditti P, et al. Role of ROS and RNS Sources in Physiological and Pathological Conditions. Oxid Med Cell Longev 2016;2016:1245049.
16. Archer S. Measurement of nitric oxide in biological models. FASEB J 1993;7:349-60.
17. Rosselli M, Keller PJ, Dubey RK. Role of nitric oxide in the biology, physiology and pathophysiology of reproduction. Hum Reprod Update 1998;4:3-24.
18. Lundberg JO, Weitzberg E, Gladwin MT. The nitrate-nitrite-nitric oxide pathway in physiology and therapeutics. Nat Rev Drug Discov 2008;7:156-67.
19. Moncada S, Palmer RM, Higgs EA. Nitric oxide: physiology, pathophysiology, and pharmacology. Pharmacol Rev 1991;43:109-42.
20. Hellstrom WJ, Bell M, Wang R, et al. Effect of sodium nitroprusside on sperm motility, viability, and lipid peroxidation. Fertil Steril 1994;61:1117-22.
21. Rosselli M, Dubey RK, Imthurn B, et al. Effects of nitric oxide on human spermatozoa: evidence that nitric oxide decreases sperm motility and induces sperm toxicity. Hum Reprod 1995;10:1786-90.
22. Pacher P, Beckman JS, Liaudet L. Nitric oxide and peroxynitrite in health and disease. Physiol Rev 2007;87:315-424.
23. Uribe P, Boguen R, Treulen F, et al. Peroxynitrite-mediated nitrosative stress decreases motility and mitochondrial membrane potential in human spermatozoa. Mol Hum Reprod 2015;21:237-43.
24. Kisa U, Basar MM, Ferhat M, et al. Testicular tissue nitric oxide and thiobarbituric acid reactive substance levels: evaluation with respect to the pathogenesis of varicocele. Urol Res 2004;32:196-9.
25. Skou JC, Esmann M. The Na,K-ATPase. J Bioenerg Biomembr 1992;24:249-61.
26. Vignini A, Nanetti L, Buldreghini E, et al. The production of peroxynitrite by human spermatozoa may affect sperm motility through the formation of protein nitrotyrosine. Fertil Steril 2006;85:947-53.
27. Sanchez G, Nguyen AN, Timmerberg B, et al. The Na,K-ATPase alpha4 isoform from humans has distinct enzymatic properties and is important for sperm motility. Mol Hum Reprod 2006;12:565-76.
28. Boni R, Gualtieri R, Talevi R, et al. Calcium and other ion dynamics during gamete maturation and fertilization. Theriogenology 2007;68 Suppl 1:S156-64.
29. Vignini A, Buldreghini E, Nanetti L, et al. Free thiols in human spermatozoa: are Na+/K+-ATPase, Ca2+-ATPase activities involved in sperm motility through peroxynitrite formation? Reprod Biomed Online 2009;18:132-40.
30. Wainwright EN, Wilhelm D. The game plan: cellular and molecular mechanisms of mammalian testis development. Curr Top Dev Biol 2010;90:231-62.
31. Tremblay JJ. Molecular regulation of steroidogenesis in endocrine Leydig cells. Steroids 2015;103:3-10.
32. Hu W, Shi L, Li MY, et al. Adrenomedullin protects Leydig cells against lipopolysaccharide-induced oxidative stress and inflammatory reaction via MAPK/NF-kappaB signalling pathways. Sci Rep 2017;7:16479.
33. Del Punta K, Charreau EH, Pignataro OP. Nitric oxide inhibits Leydig cell steroidogenesis. Endocrinology 1996;137:5337-43.
34. Adams ML, Meyer ER, Sewing BN, et al. Effects of nitric oxide-related agents on rat testicular function. J Pharmacol Exp Ther 1994;269:230-7.
35. Ceccatelli S, Hulting AL, Zhang X, et al. Nitric oxide synthase in the rat anterior pituitary gland and the role of nitric oxide in regulation of luteinizing hormone secretion. Proc Natl Acad Sci U S A 1993;90:11292-6.
36. Wang JY, Lee YJ, Chou MC, et al. Astaxanthin protects steroidogenesis from hydrogen peroxide-induced oxidative stress in mouse Leydig cells. Mar Drugs 2015;13:1375-88.
37. Reddy MM, Mahipal SV, Subhashini J, et al. Bacterial lipopolysaccharide-induced oxidative stress in the impairment of steroidogenesis and spermatogenesis in rats. Reprod Toxicol 2006;22:493-500.
38. Tsai SC, Lu CC, Lin CS, et al. Antisteroidogenic actions of hydrogen peroxide on rat Leydig cells. J Cell Biochem 2003;90:1276-86.
39. Jindal SK, Aggarwal AN, Chaudhry K, et al. A multicentric study on epidemiology of chronic obstructive pulmonary disease and its relationship with tobacco smoking and environmental tobacco smoke exposure. Indian J Chest Dis Allied Sci 2006;48:23-9.
40. Rahman I, MacNee W. Oxidant/antioxidant imbalance in smokers and chronic obstructive pulmonary disease. Thorax 1996;51:348-50.
41. Wadhwa D, Bey A, Hasija M, et al. Determination of levels of nitric oxide in smoker and nonsmoker patients with chronic periodontitis. J Periodontal Implant Sci 2013;43:215-20.
42. Skibsted LH. Nitric oxide and quality and safety of muscle based foods. Nitric Oxide 2011;24:176-83.
43. Honikel KO. The use and control of nitrate and nitrite for the processing of meat products. Meat Sci 2008;78:68-76.
44. Doyle MP, Herman JG, Dykstra RL. Autocatalytic oxidation of hemoglobin induced by nitrite: activation and chemical inhibition. J Free Radic Biol Med 1985;1:145-53.
45. Herold S, Rehmann FJ. Kinetics of the reactions of nitrogen monoxide and nitrite with ferryl hemoglobin.Free Radic Biol Med 2003;34:531-45.
46. Zhang Z, Naughton D, Winyard PG, et al. Generation of nitric oxide by a nitrite reductase activity of xanthine oxidase: a potential pathway for nitric oxide formation in the absence of nitric oxide synthase activity. Biochem Biophys Res Commun 1998;249:767-72.
47. Millar TM, Stevens CR, Benjamin N, et al. Xanthine oxidoreductase catalyses the reduction of nitrates and nitrite to nitric oxide under hypoxic conditions. FEBS Lett 1998;427:225-8.
48. Godber BL, Doel JJ, Sapkota GP, et al. Reduction of nitrite to nitric oxide catalyzed by xanthine oxidoreductase. J Biol Chem 2000;275:7757-63.
49. Villaverde A, Parra V, Estevez M. Oxidative and nitrosative stress induced in myofibrillar proteins by a hydroxyl-radical-generating system: impact of nitrite and ascorbate. J Agric Food Chem 2014;62:2158-64.
50. Carvalho AM, Miranda AM, Santos FA, et al. High intake of heterocyclic amines from meat is associated with oxidative stress. Br J Nutr 2015;113:1301-7.
51. Risom L, Moller P, Loft S. Oxidative stress-induced DNA damage by particulate air pollution. Mutat Res 2005;592:119-37.
52. Kaur R, Kaur J, Mahajan J, et al. Oxidative stress-implications, source and its prevention. Environ Sci Pollut Res Int 2014;21:1599-613.
53. Vincent HK, Taylor AG. Biomarkers and potential mechanisms of obesity-induced oxidant stress in humans. Int J Obes (Lond) 2006;30:400-18.
54. Sikaris KA. The clinical biochemistry of obesity. Clin Biochem Rev 2004;25:165-81.
55. Laskowski ER. The role of exercise in the treatment of obesity. PM R 2012;4:840-4; quiz 844.
56. Manna P, Jain SK. Obesity, Oxidative Stress, Adipose Tissue Dysfunction, and the Associated Health Risks: Causes and Therapeutic Strategies. Metab Syndr Relat Disord 2015;13:423-44.
57. Olusi SO. Obesity is an independent risk factor for plasma lipid peroxidation and depletion of erythrocyte cytoprotectic enzymes in humans. Int J Obes Relat Metab Disord 2002;26:1159-64.
58. Ozata M, Mergen M, Oktenli C, et al. Increased oxidative stress and hypozincemia in male obesity. Clin Biochem 2002;35:627-31.
59. Vincent HK, Morgan JW, Vincent KR. Obesity exacerbates oxidative stress levels after acute exercise. Med Sci Sports Exerc 2004;36:772-9.
60. Fenkci V, Fenkci S, Yilmazer M, et al. Decreased total antioxidant status and increased oxidative stress in women with polycystic ovary syndrome may contribute to the risk of cardiovascular disease. Fertil Steril 2003;80:123-7.
61. Patel C, Ghanim H, Ravishankar S, et al. Prolonged reactive oxygen species generation and nuclear factor-kappaB activation after a high-fat, high-carbohydrate meal in the obese. J Clin Endocrinol Metab 2007;92:4476-9.
62. Lee DW, Yu BP. Modulation of free radicals and superoxide dismutases by age and dietary restriction. Aging (Milano) 1990;2:357-62.
63. Poljsak B. Strategies for reducing or preventing the generation of oxidative stress. Oxid Med Cell Longev 2011;2011:194586.
64. Ingram DK, Zhu M, Mamczarz J, et al. Calorie restriction mimetics: an emerging research field. Aging Cell 2006;5:97-108.
65. Arguelles S, Gomez A, Machado A, et al. A preliminary analysis of within-subject variation in human serum oxidative stress parameters as a function of time. Rejuvenation Res 2007;10:621-36.
66. Radak Z, Pucsuk J, Boros S, et al. Changes in urine 8-hydroxydeoxyguanosine levels of super-marathon runners during a four-day race period. Life Sci 2000;66:1763-7.
67. Vasankari TJ, Kujala UM, Vasankari TM, et al. Effects of acute prolonged exercise on-serum and LDL oxidation and antioxidant defences. Free Radic Biol Med 1997;22:509-13.
68. Rinnerthaler M, Bischof J, Streubel MK, et al. Oxidative stress in aging human skin. Biomolecules 2015;5:545-89.
69. Buettner GR. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, alpha-tocopherol, and ascorbate. Arch Biochem Biophys 1993;300:535-43.
70. Jiang Q. Natural forms of vitamin E: metabolism, antioxidant, and anti-inflammatory activities and their role in disease prevention and therapy. Free Radic Biol Med 2014;72:76-90.
71. Zhu Q, Emanuele MA, LaPaglia N, et al. Vitamin E prevents ethanol-induced inflammatory, hormonal, and cytotoxic changes in reproductive tissues. Endocrine 2007;32:59-68.
72. Veskovic M, Mladenovic D, Jorgacevic B, et al. Alpha-lipoic acid affects the oxidative stress in various brain structures in mice with methionine and choline deficiency. Exp Biol Med (Maywood) 2015;240:418-25.
73. Liang JF, Akaike T. Inhibition of nitric oxide synthesis in primary cultured mouse hepatocytes by alpha-lipoic acid. Chem Biol Interact 2000;124:53-60.
74. Adedara IA, Olabiyi BF, Ojuade TD, et al. Taurine reverses sodium fluoride-mediated increase in inflammation, caspase-3 activity, and oxidative damage along the brain-pituitary-gonadal axis in male rats. Can J Physiol Pharmacol 2017;95:1019-29.
75. Zhang M, Izumi I, Kagamimori S, et al. Role of taurine supplementation to prevent exercise-induced oxidative stress in healthy young men. Amino Acids 2004;26:203-7.
76. Gunter KK, Aschner M, Miller LM, et al. Determining the oxidation states of manganese in NT2 cells and cultured astrocytes. Neurobiol Aging 2006;27:1816-26.
77. Adedara IA, Abolaji AO, Awogbindin IO, et al. Suppression of the brain-pituitary-testicular axis function following acute arsenic and manganese co-exposure and withdrawal in rats. J Trace Elem Med Biol 2017;39:21-9.
78. Adedara IA, Subair TI, Ego VC, et al. Chemoprotective role of quercetin in manganese-induced toxicity along the brain-pituitary-testicular axis in rats. Chem Biol Interact 2017;263:88-98.